Действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов в гипертонических растворах электролитов
Проявление антигемолитической активности трифторперазина (ТФП) при гипертоническом гемолизе эритроцитов зависит от температуры и состояния клеток. Как снижение температуры до 0°С, так и предварительная инкубация клеток в присутствии 0,7 М NaCl приводят к падению антигемолитической активности ТФП при...
Збережено в:
| Дата: | 2002 |
|---|---|
| Автори: | , , , |
| Формат: | Стаття |
| Мова: | Russian |
| Опубліковано: |
Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України
2002
|
| Назва видання: | Проблемы криобиологии и криомедицины |
| Теми: | |
| Онлайн доступ: | http://dspace.nbuv.gov.ua/handle/123456789/134278 |
| Теги: |
Додати тег
Немає тегів, Будьте першим, хто поставить тег для цього запису!
|
| Назва журналу: | Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine |
| Цитувати: | Действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов в гипертонических растворах электролитов / Н.М. Шпакова, О.Н. Дунаевская, О.П. Сынчикова, В.А. Бондаренко // Проблемы криобиологии. — 2002. — № 3. — С. 7–15. — Бібліогр.: 25 назв. — рос. |
Репозитарії
Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine| id |
irk-123456789-134278 |
|---|---|
| record_format |
dspace |
| spelling |
irk-123456789-1342782018-06-14T03:04:45Z Действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов в гипертонических растворах электролитов Шпакова, Н.М. Дунаевская, О.Н. Сынчикова, О.П. Бондаренко, В.А. Теоретическая и экспериментальная криобиология Проявление антигемолитической активности трифторперазина (ТФП) при гипертоническом гемолизе эритроцитов зависит от температуры и состояния клеток. Как снижение температуры до 0°С, так и предварительная инкубация клеток в присутствии 0,7 М NaCl приводят к падению антигемолитической активности ТФП при перенесении их в 4,0 М NaCl. Сочетанное действие низкой температуры и предварительной дегидратации клеток сопровождается обращением эффекта амфипата и дополнительным лизисом клеток в 4,0 М NaCl. Обработка клеток нейраминидазой и протеолитическими ферментами не влияет на проявление антигемолитической активности ТФП при гипертоническом гемолизе эритроцитов при 37°С, а предварительная дегидратация таких клеток приводит к ее снижению. Модификация мембранных гликопротеинов в результате обработки протеолитическими ферментами сопровождается повышением антигемолитической активности ТФП при 0°С. Полученные результаты обсуждаются с точки зрения процессов, лежащих в основе формирования и стабилизации трансмембранных дефектов. Проява антигемолітичної активності трифторперазину (ТФП) при гіпертонічному гемолізі еритроцитів залежить від температури та стану клітин. Як зниження температури до 0°С, так і попередня інкубація клітин у присутності 0,7 М NaCl призводять до падіння антигемолітичної активності ТФП при перенесенні еритроцитів у 4,0 М NaCl. Поєднана дія низької температури та попередньої дегідратації клітин супроводжується оберненням ефекту амфіпата та додатковим лізисом клітин у 4,0 М NaCl. Обробка клітин нейрамінідазою та протеолітичними ферментами не впливає на прояв антигемолітичної активності ТФП при гіпертонічному гемолізі еритроцитів при 37°С, а попередня дегідратація цих клітин призводить до її зниження. Модифікація мембранних глікопротеїнів внаслідок обробки клітин протеолітичними ферментами супроводжується підвищенням антигемолітичної активності ТФП при 0°С. Отримані результати обговорюються з точки зору процесів, що лежать в основі формування та стабілізації трансмембранних дефектів. Manifestation of antihemolytic activity of trifluoperazine (TFP) during hypertonic hemolysis of erythrocytes depends on temperature and state of cells. Both the reduction of temperature down to 0°C and preliminary incubation of cells in presence of 0.7 M NaCl result in decrease of antihemolytic activity of trifluoperazine at the removal of cells into 4.0 M NaCl. Combined action of low temperature and preliminary dehydration are accompanied by inversion of the effect of the amphiphile and supplementary lysis of cells in 4.0 M NaCl. Cell treatment by neuraminidase and proteolytic enzymes does not affect the manifestation of antihemolytic activity of trifluoperazine during hypertonic hemolysis of erythrocytes at 37°C, the preliminary dehydration of such kind of cells results in its decrease. Modification of membrane glycoproteins as a result of treatment by proteolytic enzymes is accompanied by increase in antihemolytic activity of trifluoperazine at 0°C. The results obtained are discussed from the point of view of processes underlying the formation and stabilization of transmembrane defects. 2002 Article Действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов в гипертонических растворах электролитов / Н.М. Шпакова, О.Н. Дунаевская, О.П. Сынчикова, В.А. Бондаренко // Проблемы криобиологии. — 2002. — № 3. — С. 7–15. — Бібліогр.: 25 назв. — рос. 0233-7673 http://dspace.nbuv.gov.ua/handle/123456789/134278 57.043:612.111 ru Проблемы криобиологии и криомедицины Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України |
| institution |
Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine |
| collection |
DSpace DC |
| language |
Russian |
| topic |
Теоретическая и экспериментальная криобиология Теоретическая и экспериментальная криобиология |
| spellingShingle |
Теоретическая и экспериментальная криобиология Теоретическая и экспериментальная криобиология Шпакова, Н.М. Дунаевская, О.Н. Сынчикова, О.П. Бондаренко, В.А. Действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов в гипертонических растворах электролитов Проблемы криобиологии и криомедицины |
| description |
Проявление антигемолитической активности трифторперазина (ТФП) при гипертоническом гемолизе эритроцитов зависит от температуры и состояния клеток. Как снижение температуры до 0°С, так и предварительная инкубация клеток в присутствии 0,7 М NaCl приводят к падению антигемолитической активности ТФП при перенесении их в 4,0 М NaCl. Сочетанное действие низкой температуры и предварительной дегидратации клеток сопровождается обращением эффекта амфипата и дополнительным лизисом клеток в 4,0 М NaCl. Обработка клеток нейраминидазой и протеолитическими ферментами не влияет на проявление антигемолитической активности ТФП при гипертоническом гемолизе эритроцитов при 37°С, а предварительная дегидратация таких клеток приводит к ее снижению. Модификация мембранных гликопротеинов в результате обработки протеолитическими ферментами сопровождается повышением антигемолитической активности ТФП при 0°С. Полученные результаты обсуждаются с точки зрения процессов, лежащих в основе формирования и стабилизации трансмембранных дефектов. |
| format |
Article |
| author |
Шпакова, Н.М. Дунаевская, О.Н. Сынчикова, О.П. Бондаренко, В.А. |
| author_facet |
Шпакова, Н.М. Дунаевская, О.Н. Сынчикова, О.П. Бондаренко, В.А. |
| author_sort |
Шпакова, Н.М. |
| title |
Действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов в гипертонических растворах электролитов |
| title_short |
Действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов в гипертонических растворах электролитов |
| title_full |
Действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов в гипертонических растворах электролитов |
| title_fullStr |
Действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов в гипертонических растворах электролитов |
| title_full_unstemmed |
Действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов в гипертонических растворах электролитов |
| title_sort |
действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов в гипертонических растворах электролитов |
| publisher |
Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України |
| publishDate |
2002 |
| topic_facet |
Теоретическая и экспериментальная криобиология |
| url |
http://dspace.nbuv.gov.ua/handle/123456789/134278 |
| citation_txt |
Действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов в гипертонических растворах электролитов / Н.М. Шпакова, О.Н. Дунаевская, О.П. Сынчикова, В.А. Бондаренко // Проблемы криобиологии. — 2002. — № 3. — С. 7–15. — Бібліогр.: 25 назв. — рос. |
| series |
Проблемы криобиологии и криомедицины |
| work_keys_str_mv |
AT špakovanm dejstvietriftorperazinanagemolizéritrocitovvgipertoničeskihrastvorahélektrolitov AT dunaevskaâon dejstvietriftorperazinanagemolizéritrocitovvgipertoničeskihrastvorahélektrolitov AT synčikovaop dejstvietriftorperazinanagemolizéritrocitovvgipertoničeskihrastvorahélektrolitov AT bondarenkova dejstvietriftorperazinanagemolizéritrocitovvgipertoničeskihrastvorahélektrolitov |
| first_indexed |
2025-07-09T20:40:25Z |
| last_indexed |
2025-07-09T20:40:25Z |
| _version_ |
1837203327692046336 |
| fulltext |
ПРОБЛЕМЫ
КРИОБИОЛОГИИ
2002, № 3
PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
2002, № 3
7
УДК 57.043:612.111 UDC 57.043:612.111
Действие трифторперазина на гемолиз эритроцитов
в гипертонических растворах электролитов
Н.М. ШПАКОВА, О.Н. ДУНАЕВСКАЯ, О.П. СЫНЧИКОВА, В.А. БОНДАРЕНКО
Институт проблем криобиологии и криомедицины НАН Украины, г. Харьков
Trifluoperazine Effect on Erythrocyte Hemolysis
in Electrolyte Hypertonic Solutions
SHPAKOVA N.M., DUNAEVSKAYA O.N., SYNCHYKOVA O.P., BONDARENKO V.A.
Institute for Problems of Cryobiology and Cryomedicine of the National Academy
of Sciences of the Ukraine, Kharkov
Проявление антигемолитической активности трифторперазина (ТФП) при гипертоническом гемолизе эритроцитов зависит
от температуры и состояния клеток. Как снижение температуры до 0°С, так и предварительная инкубация клеток в присутствии
0,7 М NaCl приводят к падению антигемолитической активности ТФП при перенесении их в 4,0 М NaCl. Сочетанное действие
низкой температуры и предварительной дегидратации клеток сопровождается обращением эффекта амфипата и
дополнительным лизисом клеток в 4,0 М NaCl. Обработка клеток нейраминидазой и протеолитическими ферментами не
влияет на проявление антигемолитической активности ТФП при гипертоническом гемолизе эритроцитов при 37°С, а
предварительная дегидратация таких клеток приводит к ее снижению. Модификация мембранных гликопротеинов в результате
обработки протеолитическими ферментами сопровождается повышением антигемолитической активности ТФП при 0°С.
Полученные результаты обсуждаются с точки зрения процессов, лежащих в основе формирования и стабилизации
трансмембранных дефектов.
Проява антигемолітичної активності трифторперазину (ТФП) при гіпертонічному гемолізі еритроцитів залежить від
температури та стану клітин. Як зниження температури до 0°С, так і попередня інкубація клітин у присутності 0,7 М NaCl
призводять до падіння антигемолітичної активності ТФП при перенесенні еритроцитів у 4,0 М NaCl. Поєднана дія низької
температури та попередньої дегідратації клітин супроводжується оберненням ефекту амфіпата та додатковим лізисом клітин
у 4,0 М NaCl. Обробка клітин нейрамінідазою та протеолітичними ферментами не впливає на прояв антигемолітичної
активності ТФП при гіпертонічному гемолізі еритроцитів при 37°С, а попередня дегідратація цих клітин призводить до її
зниження. Модифікація мембранних глікопротеїнів внаслідок обробки клітин протеолітичними ферментами супроводжується
підвищенням антигемолітичної активності ТФП при 0°С. Отримані результати обговорюються з точки зору процесів, що
лежать в основі формування та стабілізації трансмембранних дефектів.
Manifestation of antihemolytic activity of trifluoperazine (TFP) during hypertonic hemolysis of erythrocytes depends on
temperature and state of cells. Both the reduction of temperature down to 0°C and preliminary incubation of cells in presence of 0.7
M NaCl result in decrease of antihemolytic activity of trifluoperazine at the removal of cells into 4.0 M NaCl. Combined action of
low temperature and preliminary dehydration are accompanied by inversion of the effect of the amphiphile and supplementary lysis
of cells in 4.0 M NaCl. Cell treatment by neuraminidase and proteolytic enzymes does not affect the manifestation of antihemolytic
activity of trifluoperazine during hypertonic hemolysis of erythrocytes at 37°C, the preliminary dehydration of such kind of cells
results in its decrease. Modification of membrane glycoproteins as a result of treatment by proteolytic enzymes is accompanied by
increase in antihemolytic activity of trifluoperazine at 0°C. The results obtained are discussed from the point of view of processes
underlying the formation and stabilization of transmembrane defects.
Моделирование условий замораживания в
экспериментах по осмотическому воздействию на
клетки в зоне положительных температур позволило
установить, что чувствительность эритроцитов к
высоким концентрациям солей можно изменять [3].
Такие положительно заряженные амфипатические
соединения, как хлорпромазин и ТФП, защищают
клетки от повреждения в условиях гиперосмо-
тического стресса [1, 4]. Катионные фенотиазины
способны протектировать клетки от повреждений
также при холодовом стрессе и гипотоническом шоке
и снижать вирус-индуцированный гемолиз
эритроцитов [4, 9, 16].
Антигемолитическую активность амфифиль-
ных соединений связывают с их способностью
оказывать влияние на состояние липидного бислоя
[9]. Механизм действия амфипатических
Modeling of freezing conditions in experiments
on the osmotic effect on cells in positive temperature
zone allowed to find out, that erythrocyte sensitivity
to the high salt concentrations could be changed [3].
Such positively charged amphiphatic compounds as
chlorpromazine and TFP protect cells against damage
under hyperosmotic stress conditions [1, 4]. Cation
phenothiazines are capable to protect cells against
damages under cold stress and hypotonic shock and
to decrease a virus-induced hemolysis of erythrocytes
[4, 9, 16].
One connects antihemolytic activity of amphiphilic
compounds with their capability to affect the state of
lipid bilayer [9]. Action mechanism of amphiphatic
compounds has still remained unclear, in particular,
the contribution of membrane proteins to the
realisation of their antihemolytic activity. The aim of
ПРОБЛЕМЫ
КРИОБИОЛОГИИ
2002, № 3
PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
2002, № 3
8
соединений до сих пор во многом остается не
выясненным, в частности, вклад мембранных
белков в реализацию их антигемолитической
активности. Цель работы - исследование влияния
катионного амфипатического соединения ТФП на
развитие гипертонического гемолиза (4,0 М NaCl)
эритроцитов, белковый компонент которых
модифицирован протеолитическими ферментами
и нейраминидазой.
Эритроциты получали из донорской крови II
группы. После удаления плазмы эритромассу
дважды отмывали физиологическим раствором
(0,15 М NaCl, 0,01 М фосфатный буфер, рН 7,4) и
хранили в виде плотного осадка не более 2 ч при
0°С. Все используемые в работе среды готовили
на 0,01 М фосфатном буфере, рН 7,4.
Гипертонический шок осуществляли следую-
щим образом. По 50 мкл осадка эритроцитов
переносили в 0,5 мл раствора NaCl (0,15 или 0,7 М)
при заданной температуре (0 или 37°С) и инкуби-
ровали 2 мин (этап предварительной инкубации).
Затем из каждой пробы по 50 мкл переносили в
1 мл 4,0 М NaCl при той же температуре на 5 мин
(этап собственно гипертонического шока). Целые
клетки осаждали центрифугированием и спектро-
фотометрически при длине волны 543 нм опреде-
ляли количество гемоглобина в супернатанте.
Выход гемоглобина из клеток рассчитывали в
процентах по отношению к 100%-му гемолизу в
присутствии тритона Х-100 (0,1%).
При добавлении клеток ТФП находился в
гипертонической среде (4,0 М NaCl). Концен-
трация стокового раствора ТФП составляла
3⋅10-3М.
Значение максимальной антигемолитической
активности амфифильного соединения рассчи-
тывали по формуле [4]
АГ=
Г – Гамф. × 100% ,
Г
где Г - величина гемолиза эритроцитов в данных
экспериментальных условиях при отсутствии
амфифильного вещества; Гамф - минимальная
величина гемолиза эритроцитов при наличии
амфифильного вещества.
Модификацию клеток (гематокрит 20 %)
папаином, трипсином и проназой проводили по
методам [12,13]. Эритроциты инкубировали с
папаином (1мг/мл) в физиологическом растворе
при 37°С в течение 60 мин. Клетки отмывали
однократно средой, содержащей 0,15 M NaCl,
0,1%-й сывороточный альбумин человека, 30 мг/мл
фенилметилсульфонил фторида, 0,01 М фос-
фатный буфер, рН 7,4, затем дважды холодным
физиологическим раствором.
При обработке эритроцитов трипсином (0,1 мг/
мл) и проназой (0,1 мг/мл) клетки инкубировали в
среде, содержащей 75 мМ KCl, 50 мМ Na2SO4,
40 мМ сахарозы, 10 мМ HEPES, рН 7,4, в течение
work was to investigate the effect of cation amphi-
phatic compound TFP on the development of
hypertonic hemolysis (4.0 M NaCl) of erythrocytes,
which protein component is modified by proteolytic
enzymes and neuraminidase.
Erythrocytes were obtained from a donor blood of
the IInd group. After plasm removal the erythromass
was twice washed-out with physiological solution
(0.15 M NaCl, 0,01 M phosphate buffer, pH 7.4) and
stored as a dense sediment not longer than 2 hours at
0°C. All the media used in the work were prepared at
0.01 M phosphate buffer, pH 7.4.
Hypertonic stress was realised in the following
way. Erythrocyte sediment was transferred by 50
µl in 0.5 ml of NaCl solution (0.15 or 0.7 M) at a
fixed temperature (0 or 37°C) and incubated for 2
min (preliminary incubation stage). Afterwards 50
µl of each sample we transferred into 1 ml of 4.0 M
NaCl at the same temperature for 5 min (stage of
proper hypertonic stress). Integral cells were
precipitated by centrifuging and haemoglobin
amount in a supernatant was spectrophotometrically
determined at a wavelength of 543 nm. Haemo-
globin release from cells was calculated in percents
in respect to 100% hemolysis at the presence of
triton X-100 (0.1%).
When adding cells the TFP was in hypertonic
medium (4.0 N NaCl). Concentration of TFP stock
solution made 3·10-3 M. The value of maximum
antihemolytic activity of amphiphilic compounds
was calculated by the formula [4]
where H is the value of erythrocyte hemolysis under
these experimental conditions at the absence of
amphiphilic substanse; Hamp is the minimum
erythrocyte hemolysis value at the amphiphilic
substance presence.
Cell modification (20% hematocrit) by papain,
trypsin and pronase was performed according to the
methods [12, 13]. Erythrocytes were incubated with
papain (1mg/ml) in physiological solution at 37°C
during 60 min. Cells were washed out by single
medium, containing 0.15 M NaCL, 0.1% human
serum albumin, 30 mg/ml of phenylmethylsulfonyl
fluoride, 0.01 M of phosphate buffer, pH 7.4, and
then twice by cold physiological solution.
When treating erythrocytes by trypsine
(0.1 mg/ml) and pronase (0.1 mg/ml) the cells were
incubated in the medium with 75 mM of KCl,
50 mM of Na2SO4, 40 mM of sucrose, 10 mM of
HEPES, pH 7.4 during 60 min at 37°C. After trypsin
treating the cells were washed with physiological
solution, containing 0.1 mg/ml of soya inhibitor
trypsin, and after pronase treatment with physio-
logical solution with 1 mM of phenylmethyl-
sulfonyl fluoride. Then the samples were washed
out twice with a cold physiological solution.
АH=
H – Hаmp. × 100% ,
H
Erythrocytes (40% hematocrit) were neuramini-
dase-treated according to the method [17]. Cells were
incubated with the enzyme in the medium with 0.15 M
of NaCl, 1 mg/ml of glucose, at 37°C for 60 min
during constant mixing. After incubation the
erythrocytes were three times washed out with a cold
physiological solution. Modified cells were stored at
0°C not longer than 30 min.
In the work we have used: pronase, trypsin
(Calbiochem), papain (Merck), phenylmethylsulfonyl
fluoride (Serva), reagents of home production of a
“chemically pure” and “pure for analysis” grade.
Human erythrocytes possess a high sensitivity to
the changes in osmotic conditions of medium.
Preliminary partial cell dehydration considerably
decreases the level of their damage in highly-
concentrated saline media [3]. The Figure 1 shows that
the dependence of hypertonic hemolysis of erythro-
cytes on NaCl concentration in the medium of
preliminary incubation has an turned-up bell-shaped
form with the minimum in the area of 0.45 M NaCl
concentration. Both NaCl decrease in the medium of
preliminary incubation and an increase result in a
growth of hypertonic effect-sensitive cells. Hemolysis
reaches the maximum values when transferring into
the medium, containing 4.0 M NaCl, cells, prelimi-
narily incubated in 0.15 and 0.70 M NaCl. Therefore
in the experiments we used the preincubated in 0.70
M NaCl erythrocytes, which initial state could be
determined as a metastable one.
TFP, cation amphiphatic compound, protects cells
against the damage when transferring into 4.0 M NaCl
[2]. As a result of study of concentration dependencies
of TFP protective effect on erythrocytes during their
transfer into 4.0 M NaCl at different temperatures we
determined the optimal concentrations. They made
3·10-5 and 10-5 M at 37 and 0°C correspondingly. The
Fig. 2 shows the data of TFP antihemolytic activity
under hypertonic stress effect (4.0 M NaCl) on the
control cells and those, preliminarily dehydrated at the
presence of 0.70 M NaCl. In spite of the fact, that cells,
being transferred into 4.0 M NaCl from 0.15 and 0.70
M NaCl at 37°C (Fig. 1.) lyse in an equal extent degree
(~90%), TFP antihemolytic activity makes 90 and
50% respectively. Probably, the redistribution of
membrane components under 0.70 M NaCl effect
occurs, as a result of which there is the change in the
character of substance redistribution in a membrane,
that is accompanied by a decrease in TFP antihe-
molytic activity (Fig. 2.).
Temperature reduction down to 0°C results in a
sharp decrease of TFP antihemolytic activity in respect
of the similar values at 37°C (Fig. 2.). Antihemolytic
effect of phenothiazine under hypertonic stress effect
on erythrocytes, preincubated at the presence of 0.15 M
NaCl reduces more than in 4 times. Amphyphile
substance activate the hemolysis of preliminarily
dehydrated erythrocytes when transferring them to 4.0 M
NaCl. The observed sensibilising effect of amphiphate
60 мин при 37°С. После обработки трипсином
клетки отмывали физиологическим раствором,
содержащим 0,1 мг/мл соевого ингибитора трип-
сина, а после обработки проназой – физио-
логическим раствором, содержащим 1 мМ
фенилметилсульфонил фторида. Затем пробы
отмывали дважды холодным физиологическим
раствором.
Эритроциты (40 %-й гематокрит) обрабатывали
нейраминидазой по методу [17]. Клетки
инкубировали с ферментом в среде, содержащей
0,15 М NaCl, 1 мг/мл глюкозы, при 37°С в течение
60 мин при постоянном перемешивании. После
инкубирования эритроциты трижды отмывали
холодным физиологическим раствором. Моди-
фицированные клетки хранили при 0 °С не более
30 мин.
В работе были использованы: проназа, трипсин
фирмы Calbiochem, папаин фирмы Merck, фенил-
метилсульфонил фторид фирмы Serva, реактивы
отечественного производства квалификации “х.ч.”
и “ч.д.а.”
Эритроциты человека обладают высокой
чувствительностью к изменениям осмотических
условий среды. Предварительная частичная
дегидратация клеток существенно снижает
уровень их повреждения в высококонцен-
трированных солевых средах [3]. Как видно из
рис.1, зависимость гипертонического гемолиза
эритроцитов от концентрации NaCl в среде
предварительной инкубации имеет перевернутую
колоколообразную форму с минимумом в области
концентрации NaCl 0,45 М. Изменение содержания
NaCl в среде предварительной инкубации как в
сторону снижения, так и повышения приводит к
росту чувствительности клеток к гиперто-
ническому воздействию. Гемолиз достигает
Рис.1. Уровень гемолиза эритроцитов при перенесении
в 4,0 М NaCl после предварительной дегидратации в
солевых средах (температура 37°С)
Fig.1. Level of erythrocyte hemolysis when transferring
into 4.0 M NaCl after preliminary dehydration in saline
media (temperature of 37°C)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 0,2 0,4 0,6 0,8 1
Концентрация NaCl, M
NaCl concentration, M
Ге
м
ол
из
, %
H
em
ol
ys
is
, %
ПРОБЛЕМЫ
КРИОБИОЛОГИИ
2002, № 3
9 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
2002, № 3
ПРОБЛЕМЫ
КРИОБИОЛОГИИ
2002, № 3
PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
2002, № 3
10
on cells is probably stipulated both by the
erythrocyte metastability, occurred during the
incubation at the presence of 0.70 M NaCl and by
modifying the erythrocyte membrane under low
temperature effect.
Protective effect of cation amphiphates is realised
directly at the moment of stress effect on cells, i.e.
when transferring erythrocytes in 4.0 M NaCl [2, 4].
The protection degree of erythrocytes by amphiphatic
compounds is probably determined by the building
rate of their molecules into a membrane. The rate can
depend on the cell surface charge as well. In order to
find out whether a surface charge of cell membrane
affects the manifestation of antihemolytic activity of
a positively charged TFP, glycocalix was removed by
means of neuraminidase. The data obtained (Fig. 3)
demonstrate, that the cell treatment with neurami-
nidase does not change both the level of erythrocyte
hypertonic hemolysis and the degree of TFP antihemo-
lytic activity for the control cells (0.15 M NaCl). Lysis
of glycocalix deprived dehydrated cells remains at the
level of erythrocyte hemolysis, having a surface
charge, however TFP antihemolytic activity decreases
by 40%. Thus, for manifestation of TFP antihemolytic
activity when transferring the erythrocytes,
characterising by a metastable state, into 4.0 M NaCl,
a surface charge is of considerable value.
Cation amphiphates are characterised by a two-
phase effect on cells. In small concentrations they
possess an antihemolytic activity, in particular at the
erythrocyte hypertonic hemolysis [14], but when using
under high concentrations they cause a sensibilizing
effect on cells in isotonic medium and induce their
lysis [6, 14]. One considers, that during the
phenothiazines-induced hemolysis, there is the
Рис.2. Антигемолитическая активность ТФП при
перенесении клеток в 4,0 М NaCl после предварительной
инкубации в 0,15 (1) и 0,7 М NaCl (2)
- 37°С, - 0°С
Fig.2. TFP antihemolytic activity when transferring cells
into 4.0 M NaCl after preliminary incubation in 0.15 (1)
and 0.7 M NaCl (2)
- 37°С, - 0°С
максимальных значений при перенесении в
раствор, содержащий 4,0 М NaCl, клеток,
предварительно инкубированных в 0,15 и 0,70 М
NaCl . Поэтому в экспериментах использовали
предынкубированные в 0,70 М NaCl эритроциты,
исходное состояние которых можно определить как
метастабильное.
ТФП – катионное амфипатическое соединение –
протектирует клетки от повреждения при перене-
сении в 4,0 М NaCl [2]. В результате исследования
концентрационных зависимостей защитного
действия ТФП на эритроциты при их перенесении
в 4,0 М NaCl при разных температурах нами
определены оптимальные концентрации. Они
составляют 3·10-5 и 10-5 М при 37 и 0°С соответ-
ственно. На рис.2 представлены данные антигемо-
литической активности ТФП при действии гипер-
тонического стресса (4,0 М NaCl) на контрольные
клетки и клетки, предварительно дегидра-
тированные в присутствии 0,70 М NaCl. Несмотря
на то, что клетки, перенесенные в 4,0 М NaCl из
0,15 и 0,70 М NaCl при 37 °С (рис.1), лизируют в
одинаковой степени (~90 %), при этом антигемо-
литическая активность ТФП различна и составляет
90 и 50% соответственно. Возможно, под влиянием
0,70 М NaCl происходит перераспределение
мембранных компонентов, в результате чего
изменяется характер распределения вещества в
мембране, что и сопровождается снижением
антигемолитической активности ТФП (рис.2).
Снижение температуры до 0°С приводит к
падению антигемолитической активности ТФП по
отношению к аналогичным величинам при 37°С
(рис.2). Антигемолитический эффект фенотиазина
при действии гипертонического стресса на
эритроциты, предынкубированные в присутствии
0,15 М NaCl, снижается более чем в 4 раза.
Амфифильное соединение активирует гемолиз
предварительно дегидратированных эритроцитов
при их перенесении в 4,0 М NaCl. Наблюдаемое
сенсибилизирующее действие амфипата на клетки,
вероятно, обусловлено как метастабильностью
эритроцитов, возникающей в процессе инкубации
в присутствии 0,7 М NaCl, так и модификацией
эритроцитарной мембраны под действием низкой
температуры.
Защитный эффект катионных амфипатов
реализуется непосредственно в момент стрес-
сового воздействия на клетки, т.е. при перенесении
эритроцитов в 4,0 М NaCl [2,4]. Вероятно, степень
протекции эритроцитов амфипатическими соеди-
нениями определяется скоростью встраивания их
молекул в мембрану. Скорость может зависеть и
от поверхностного заряда клетки. Чтобы выяснить,
влияет ли поверхностный заряд клеточной мем-
браны на проявление антигемолитической
активности положительно заряженного ТФП,
гликокаликс удаляли с помощью нейраминидазы.
Полученные данные (рис.3) показывают, что
- 2 0
0
2 0
4 0
6 0
8 0
1 0 0
Ан
ти
ге
м
ол
ит
ич
ес
ка
я
ак
ти
вн
ос
ть
, %
An
tih
em
ol
yt
ic
a
ct
iv
ity
, %
ПРОБЛЕМЫ
КРИОБИОЛОГИИ
2002, № 3
PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
2002, № 3
11
обработка клеток нейраминидазой не изменяет ни
уровень гипертонического гемолиза эритроцитов,
ни степень антигемолитической активности ТФП
для контрольных клеток (0,15 М NaCl). Лизис
дегидратированных клеток, лишенных глико-
каликса, остается на уровне гемолиза эритроцитов,
обладающих поверхностным зарядом, однако
антигемолитическая активность ТФП снижается на
40 %. Таким образом, для проявления антигемо-
литической активности ТФП при перенесении в
4,0 М NaCl эритроцитов, характеризующихся
метастабильным состоянием, существенное
значение имеет поверхностный заряд клетки.
Катионные амфипаты характеризуются двух-
фазным влиянием на клетки. В небольших кон-
центрациях они обладают антигемолитической
активностью, в частности при гипотоническом
гемолизе эритроцитов [14], а при использовании в
высоких концентрациях оказывают сенсиби-
лизирующее действие на клетки в изотонической
среде и индуцируют их лизис [6,14]. Полагают, что
в процесс гемолиза, индуцированного фенотиа-
зинами, вовлечены липидные места связывания, в
то время как тип мест связывания, представленный
белками, участвует в формировании антиге-
молитической активности вещества [11]. Исходя из
этого, мы модифицировали белковые компоненты
мембраны протеолитическими ферментами.
На рис.4 представлены данные о влиянии ТФП
и протеолитических ферментов (проназы, трип-
сина и папаина) на клетки, перенесенные в 4,0 М
NaCl при 37°С. В результате обработки эритро-
цитов протеолитическими ферментами их устой-
чивость к действию высококонцентрированных
солевых растворов незначительно повышается, а
предварительная дегидратация клеток нивелирует
указанный эффект ферментативной обработки
эритроцитов. Степень антигемолитической
активности ТФП при перенесении в 4,0 М NaCl
контрольных эритроцитов (0,15 М NaCl) не зависит
от состояния белковой компоненты мембраны.
Однако, если клетки после протеолитической
обработки находились в 0,70 М NaCl, а затем
подвергались действию 4,0 М NaCl, отмечалось
падение антигемолитической активности ТФП на
25-45 %. В этом случае состояние мембранных
белков важно для проявления защитного эффекта
амфипатического соединения при действии на
клетки осмотического стресса.
При 0 °С в результате ферментативной обработ-
ки наблюдаются возрастание устойчивости клеток
к повреждающему действию 4,0 М NaCl и сниже-
ние эффективности ТФП (рис.5).
При анализе полученных результатов следует
отметить, что ключевую роль в механизме лизиса
клеток играют процессы, связанные с форми-
рованием и эволюцией трансмембранных дефектов
до размера гемолитической поры [22]. Можно
предположить, что в мембране клеток,
-10
10
30
50
70
90
1 2
Рис.3. Влияние обработки клеток нейраминидазой на
проявление антигемолитической активности ТФП
(3×10- 5М) при перенесении эритроцитов в 4,0 М NaCl
после предварительной инкубации в 0,15 (1) и 0,7 М (2)
NaCl (температура 37°С)
– ТФП, – нейраминидаза,
– нейраминидаза + ТФП
Fig.3. Effect of cell treatment with neuraminidase on the
appearance of TFP antihemolytic activity (3x10-5 M) when
transferring erythrocytes into 4.0 M NaCl after preliminary
incubation in 0.15 (1) and 0.7 M NaCl (2) (temperature of
37°C)
– TFP, – neuraminidase,
– neuraminidase + TFP
involvement of lipid sites of binding, whereas the
type of binding sites, presented by proteins,
participates in the formation of the substance
antihemolytic activity [11]. Hence, we modified the
membrane protein components by proteolytic
enzymes.
The Fig. 4 shows the data about the effect of TFP
and proteolytic enzymes (pronase, trypsin, papain) on
cells, transferred in 4.0 M NaCl at 37°C. As a result
of erythrocyte treatment with proteolytic enzymes
their resistance to the effect of highly concentrated
saline solutions slightly increases, and a preliminary
cell dehydration eliminates the mentioned effect of an
enzyme treatment of erythrocytes. The degree of TFP
antihemolytic activity when transferring the control
erythrocytes (0.15 M NaCl) into 4.0 M NaCl does not
depend on the state of the membrane protein
component. However, if cells after proteolytic
treatment were in 0.7 M NaCl and then subjected to
the effect of 4.0 M NaCl, a sharp decrease in TFP
antihemolytic activity by 25-45% was noted. In this
case the state of membrane proteins is significant for
the manifestation of protective effect of amphiphatic
compound under osmotic stress effect on cells.
At 0°C as a result of enzyme treatment there was
observed an increase in cell resistance to a damaging
effect of 4.0 M NaCl and a decrease in TFP efficiency
(Fig. 5.).
When analysing the obtained results, it should be
noted, that the processes, related to the formation and
Ан
ти
ге
м
ол
ит
ич
ес
ка
я
ак
ти
вн
ос
ть
, %
An
tih
em
ol
yt
ic
a
ct
iv
ity
, %
ПРОБЛЕМЫ
КРИОБИОЛОГИИ
2002, № 3
PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
2002, № 3
12
evolution of transmembrane defects up to the
size of hemolytic pore, play the dominant role
in cell lysis mechanism [22]. We can suppose,
that in cell membrane, preincubated in the
media with different NaCl content, the
changes, determining at the following
transfer into 4.0 M NaCl both an initial phase
of pore formation process and its further
evolution (see Fig.1), occur.
Temperature in a considerable extent
determines the evolution of transmembrane
defects, formed under high salt concentration
effect. So, under low temperature these
defects are considerably resistant meanwhile
a high temperature can result in their locking
[18]. In the modelled experiments it was
shown, that the cation amphiphate
compounds, protecting cells against damage,
at a sharp change in medium osmotic
conditions [1, 9] could affect the processes
of membrane defect locking [15]. So, TFP
and 37°C temperature affect in unilateral way
and reduce the life time of transmembrane
pore, as a result the manifested protective
effect of a substance, when transferring cells
into the highly concentrated saline media, is
observed (see Fig.2). Taking into account the
fact, that a pore, forming in a membrane, is
предынкубированных в средах с различным
содержанием NaCl, происходят изменения, кото-
рые в дальнейшем при перенесении в 4,0 М NaCl
детерминируют как начальную фазу процесса
формирования поры, так и ее дальнейшую эволю-
цию (см. рис.1).
Температура в значительной степени опреде-
ляет эволюцию трансмембранных дефектов,
образовавшихся под действием высоких концен-
траций соли. Так, при низкой температуре эти
дефекты достаточно устойчивы, в то время как
высокая температура может приводить к их
замыканию [18]. В модельных экспериментах
показано, что катионные амфипатические соеди-
нения, которые защищают клетки от повреждения
при резком изменении осмотических условий
среды [1, 9], могут оказывать влияние на процессы
замыкания мембранных дефектов [15]. Так, ТФП
и температура 37°С действуют однонаправленно
и уменьшают время жизни трансмембранной
поры, в результате чего наблюдается выраженный
защитный эффект вещества при перенесении
клеток в высококонцентрированные солевые среды
(см. рис.2). Учитывая, что образующаяся в
мембране пора стабилизируется электроста-
тически, взаимодействие катионного ТФП с
отрицательно заряженными группами, выстилаю-
щими поверхность поры, может уменьшать размер
пор и приводить к репарации мембраны. При 0°С
уже сформировавшаяся мембранная пора харак-
теризуется низкой способностью к замыканию.
Рис.4. Влияние протеолитической обработки клеток на
проявление антигемолитической активности ТФП (3х10
М) при
их перенесении в 4,0 М NaCl после предварительной
инкубации в 0,7 (ближний ряд) и 0,15 М NaCl (дальний ряд)
(температура 37°С)
– контроль, – проназа, – трипсин, – папаин
Fig.4. Effect of proteolytic treatment of cells on the appearance of
TFP antihemolytic activity (3x10-5 M) when transferring them into
4.0 M NaCl at 37°C temperature after preliminary incubation in
0.7 (foreground) and 0.15 M NaCl (background)
– control, – pronase, – trypsin, – papain
stabilised in electrostatic way, the interaction of cation
TFP with a negatively charged groups, which cover
the pore surface, can reduce the pore size and result
in the membrane reparation. At 0°C the already formed
membrane pore is characterised by a low capability
to locking. Probably, due to this cause at 0°C TFP can
not stop the process of hypertonic damage of
erythrocytes. Both low temperature and an increased
tonicity of the medium are capable to induce the phase
transitions of membrane phospholipids [8, 20], that
can itself serve as a premise for the membrane defect
presence. At the same time, the concentrating of
amphiphatic molecules in liquid-crystalline sites of
membrane, which part is determined by the
temperature, can result in the appearance of pores,
permeable not only for cations but for hemoglobin too
[10].
A decrease in a surface charge of erythrocytes as
a result of cell treatment with neuraminidase causes
no effect on the manifestation of antihemolytic activity
of TFP positive charge (see Fig. 3). In addition, it has
been demonstrated [19], that the erythrocyte capability
to transform under both cation and anion amphiphatic
compounds does not depend on the glycocalix state.
Basing on the mentioned above we can suppose that
glycocalix is not involved in the mechanism,
responsible for amphiphate building into a cell
membrane and does not affect the manifestation of
TFP antihemolytic activity under hypertonic stress of
erythrocytes. However, under hypertonic stress of
erythrocytes there was revealed the dependence of
1 2 3 4 2 3 4
0
20
40
60
80
100
4,0 M NaCl 4,0 M NaCl + ТФП
4.0 M NaCl 4.0 M NaCl + TFP
Ан
ти
ге
м
ол
ит
ич
ес
ка
я
ак
ти
вн
ос
ть
, %
An
tih
em
ol
yt
ic
a
ct
iv
ity
, %
ПРОБЛЕМЫ
КРИОБИОЛОГИИ
2002, № 3
PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
2002, № 3
13
Рис.5. Влияние протеолитической обработки клеток на
проявление антигемолитической активности ТФП (3х10
М) при
их перенесении в 4,0 М NaCl после предварительной
инкубации в 0,7 (ближний ряд) и 0,15 М NaCl (дальний ряд)
(температура 0°С)
– контроль, – проназа, – трипсин, – папаин
Fig.5. Effect of proteolytic treatment of cells on the appearance of
TFP antihemolytic activity (3x10-5 M) when transferring them into
4.0 M NaCl at 0°C temperature after preliminary incubation in 0.7
(foreground) and 0.15 M NaCl (background)
– control, – pronase, – trypsin, – papain
antihemolytic activity of chlorpromazine (the
substance, being a cation derivative of phenothiazine,
as TFP) on the state of membrane glycocalix, that is
manifested in a reduction of the substance protective
effect as a result of cell enzyme treatment [5].
As a result of cell treatment with proteolytic
enzymes there is a considerable increase in erythrocyte
resistance to the effect of 4.0 M NaCl at 0°C and no
factual changes at 37°C (Fig. 4 and 5). Thus, if the
lipid bilayer fluidity is quite high (37°C), the
modification of membrane glycoproteins does not
affect the processes, related to the transmembrane pore
stabilisation under hypertonic stress conditions.
On the whole, after cell treating with different
proteolytic enzymes (trypsin, pronase, papain) the
erythrocytes responses on the transfer into
hypertonic medium as well as on TFP effect are
quite similar (Fig. 4, 5), though the applied enzymes
differ by the character of their effect on erythrocyte
proteins [7, 17]. Therefore we can suppose that the
peculiarities of erythrocyte hypertonic sensitivity
with modified protein components are stipulated by
a non-specific effect of proteolytic enzymes on
cells.
It has been demonstrated [25], that erythrocyte
hemolysis, developing under high pressure effect,
increases after cell treatment with trypsin and
neuraminidase, meanwhile under hypertonic stress
[5] and hypertonic effect (Fig.3, 4) an enzymatic
cell treatment is not accompanied with an increase
Вероятно, по этой причине при 0°С ТФП
не может остановить процесс гипертони-
ческого повреждения эритроцитов. Как
низкая температура, так и повышенная
тоничность среды способны индуцировать
фазовые переходы мембранных фосфоли-
пидов [8, 20], что само по себе может
служить предпосылкой дефектности мем-
браны. В то же время концентрирование
амфипатических молекул в жидкокрис-
таллических участках мембраны, доля
которых определяется температурой,
может приводить к появлению пор, прони-
цаемых не только для катионов, но и для
гемоглобина [10].
Уменьшение поверхностного заряда
эритроцитов в результате обработки клеток
нейраминидазой не оказывает влияния на
проявление антигемолитической активнос-
ти положительно заряженного ТФП (см.
рис.3). Кроме того, показано [19], что
способность эритроцитов трансформиро-
ваться под действием как катионных, так и
анионных амфипатических соединений не
зависит от состояния гликокаликса. Исходя
из вышеизложенного, можно полагать, что
гликокаликс не вовлекается в механизм,
ответственный за встраивание амфипата в
клеточную мембрану и не влияет на
проявление антигемолитической активности ТФП
в условиях гипертонического стресса эритроцитов.
Однако при гипотоническом шоке эритроцитов
выявлена зависимость антигемолитической
активности хлорпромазина (вещества,
являющегося катионным производным фенотиази-
на, как и ТФП) от состояния гликокаликса мембра-
ны, что проявляется в снижении защитного эффекта
вещества при ферментативной обработке клеток [5].
В результате обработки клеток протеоли-
тическими ферментами существенно возрастает
устойчивость эритроцитов к действию 4,0 М NaCl
при 0 °С и фактически не изменяется при 37 °С (рис.4
и 5). Таким образом, если текучесть липидного
бислоя достаточно высока (37°С), модификация
мембранных гликопротеинов не оказывает влияния
на процессы, связанные со стабилизацией трансмем-
бранных пор в условиях гипертонического шока.
В целом после обработки клеток разными
протеолитическими ферментами (трипсин, прона-
за, папаин) реакции эритроцитов на перенесение
в гипертоническую среду, а также на действие ТФП
весьма схожи (рис. 4, 5), хотя применяемые
ферменты различаются по характеру своего
действия на эритроцитарные белки [7, 17].
Поэтому можно говорить, что особенности
гипертонической чувствительности эритроцитов с
модифицированными белковыми компонентами
обусловлены неспецифическим действием
протеолитических ферментов на клетки.
1 2 3 4 2 3 4
-20
0
20
40
60
80
100
4,0 M NaCl 4,0 M NaCl + ТФП
4.0 M NaCl 4.0 M NaCl + TFP
Ан
ти
ге
м
ол
ит
ич
ес
ка
я
ак
ти
вн
ос
ть
, %
An
tih
em
ol
yt
ic
a
ct
iv
ity
, %
ПРОБЛЕМЫ
КРИОБИОЛОГИИ
2002, № 3
PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
2002, № 3
14
in the level of erythrocyte lysis. Thus, the process
of transmembrane defect formation at a sharp
change in the medium osmolarity depends in a
lesser extent on the state of erythrocyte membrane
proteins, than under hyperbaric stress.
TFP antihemolytic activity is probably related to the
capability of cation amphiphatic compounds to affect
membrane pores, as a result there will be the reduction
of their life time. The substance effect on a pore can be
realised both as a result of a direct effect on it, or
intermediately via a change in the state of lipids and
proteins, immersed into a lipid matrix [21]. Based on the
fact that as a result of proteolysis of membrane
glycoproteins the TFP antihemolytic activity under
hypertonic stress of erythrocytes at 37°C does not change
or slightly decreases in the case of preliminarily
dehydrated cells, we think, that the mechanisms, being
the base of the TFP protective effect, are related to its
effect on lipid bilayer. It has been demonstrated, that the
cation amphiphatic compounds cause the change in the
membrane phospholipids organisation [23], as well as
their release from human erythrocyte membranes [6].
Redistribution of amphiphates in a membrane can be
accompanied by the non-bilayer structures formation
[24], that apparently allows a cell to resist an osmotic
stress.
Литература
1. Дунаевская О.Н., Панталер Е.Р.. Шпакова Н.М.,
Бондаренко В.А. Некоторые возможности повышения
устойчивости эритроцитов к холодовому и гиперосмо-
тическому воздействиям при использовании катионных
амфипатов // Пробл. криобиологии.– 1995.– №1.– С. 21-27.
2. Дунаевская О.Н., Шпакова Н.М. Защитный эффект
трифторперазина при гиперосмотическом шоке эритро-
цитов // Укр. биохим. журн.– 1997.– 69, №4.– С. 30-34.
3. Поздняков В.В. Влияние состава и осмолярности среды на
устойчивость эритроцитов к осмотическому и темпера-
турному шоку: Автореф. дис… канд. биол. наук.– Харьков,
1989.– 16 c.
4. Шпакова Н.М., Панталер Е.Р., Бондаренко В.А.
Антигемолитический эффект хлорпромазина при гипер-
осмотическом и холодовом шоке эритроцитов //
Биохимия.– 1995.– 60, №10.– С. 1624-1631.
5. Born G.V.R., Housley G.M. Effects of modification of the
membranes of intact erythrocytes on the antihaemolytic action
of chlorpromazine // Br. J. Pharmac.– 1983.– 79, №2.–
Р. 481-487.
6. Brito M.A., Malheiros S.V., Meirelles N.C., Brites D. Effect of
bilirubin on toxicity induced by trifluoperazine, dibucaine and
praziquantel to erythrocytes // Life Sci.– 2001.– 69, N 8.–
P. 863-877.
Было показано [25], что гемолиз эритроцитов,
который развивается под действием высокого
давления, увеличивается после обработки клеток
трипсином и нейраминидазой, в то время как при
гипотоническом шоке [5] и гипертоническом
воздействии (рис.3,4) ферментативная обработка
клеток не сопровождается повышением уровня
лизиса эритроцитов. Таким образом, процесс
формирования трансмембранных дефектов при
резком изменении осмолярности среды в меньшей
степени зависит от состояния мембранных белков
эритроцитов, чем при гипербарическом стрессе.
Антигемолитическая активность ТФП,
вероятно, связана со способностью катионных
амфипатических соединений оказывать влияние на
мембранные поры, в результате чего будет
сокращаться их время жизни. Действие вещества
на пору может реализоваться как в результате
непосредственного влияния на нее, так и опос-
редованно через изменение состояния липидов и
белков, погруженных в липидный матрикс [21].
Исходя из того, что в результате протеолиза
мембранных гликопротеинов антигемолитическая
активность ТФП при гипертоническом шоке
эритроцитов при 37°С не изменяется либо нес-
колько снижается в случае предварительно
дегидратированных клеток, мы полагаем, что
механизмы, лежащие в основе защитного действия
ТФП, связаны, в первую очередь, с его влиянием
на липидный бислой. Показано, что катионные
амфипатические соединения вызывают изменение
организации мембранных фосфолипидов [23], а
также их освобождение из мембран эритроцитов
человека [6]. Распределение амфипатов в мембране
может сопровождаться образованием небислойных
структур [24], что, вероятно, и позволяет клетке
противостоять осмотическому стрессу.
References
1. Dunaevskaya O.N., Pantaler E.R., Shpakova N.M.,
Bondarenko V.A. Some possibilities of increasing the
erythrocyte resistance to cold and hyperosmotic effects when
using cation amphipates // Problems of Cryobiology.– 1995.–
N1.– P. 21-27
2. Dunaevskaya O.N., Shpakova N.M. Protective effect of
trifluoperazine at hyperosmotic stress of erythrocytes //
Ukrainskij biokhimicheskij zhurnal.– 1997.– 69, N4.– P. 30-34.
3. Pozdnyakov V.V. Effect of medium composition and osmolarity
on erythrocyte resistance to osmotic and temperature stress.
The abstract for PhD (biology), Kharkov, 1989.- 16 p.
4. Shpakova N.M., Pantaler E.R., Bondarenko V.A. Antihaemolytic
effect of chlorpromazine at hyperosmotic and cold stress of
erythrocytes // Biochemistry.– 1995.– 60, N10.– P. 1624-1631.
5. Born G.V.R., Housley G.M. Effects of modification of the
membranes of intact erythrocytes on the antihaemolytic action
of chlorpromazine // Br. J. Pharmac.– 1983.– 79, N2.–
P.481-487.
6. Brito M.A., Malheiros S.V., Meirelles N.C., Brites D. Effect of
bilirubin on toxicity induced by trifluoperazine, dibucaine and
praziquantel to erythrocytes // Life Sci.– 2001.– 69, N8.–
P.863-877.
7. Cousin J.-L., Motais R. Inhibition of anion transport in the red
blood cell by anionic amphiphilic compounds. I. Determination
of the flufenamate-binding site by proteolytic dissection of the
band 3 protein // Biochim. Biophys. Acta.– 1982.– 687, N2.–
P. 147-155.
8. D’Avila N.M. A spin label study of erythrocytes membranes during
simulation of freezing // J. Membrane Biol.– 1981.– 60, N2.-
P. 155-163.
9. Hagerstrand H., Isomaa B. Amphiphile-induced antihaemolysis
is not causally related to shape changes and vesiculation //
Chem.- Biol. Interactions.– 1991.– 79.– P. 335-347.
10. Hanpft R., Mohr K. Influence of cationic amphiphilic drugs on
the phase - transition temperature of phospholipids with
different polar headgroups // Biochim. Biophys. Acta.– 1985.–
814, N1.– P. 156-163.
ПРОБЛЕМЫ
КРИОБИОЛОГИИ
2002, № 3
PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
2002, № 3
15
7. Cousin J.-L., Motais R. Inhibition of anion transport in the red
blood cell by anionic amphiphilic compounds. I. Determination
of the flufenamate-binding site by proteolytic dissection of the
band 3 protein // Biochim. Biophys. Acta.– 1982.– 687, N2.–
P. 147-155.
8. D’Avila N.M. A spin label study of erythrocytes membranes
during simulation of freezing // J. Membrane Biol.– 1981.– 60,
N2.– P. 155-163.
9. Hagerstrand H., Isomaa B. Amphiphile-induced antihaemolysis
is not causally related to shape changes and vesiculation //
Chem.- Biol. Interactions.–1991.– 79.– P. 335-347.
10. Hanpft R., Mohr K. Influence of cationic amphiphilic drugs on
the phase-transition temperature of phospholipids with different
polar headgroups // Biochim. Biophys. Acta.– 1985.– 814, N1.–
P. 156-163.
11. Horie T., Sugiyama Y., Awazu S., Hanano M. The correlation
between drud binding to the human erythrocyte and its
hemolytic activity // J. Pharm. Dyn.– 1981.– 4, N2.– P. 116-122.
12. Hsu L., Morrison M. The interaction of human erythrocyte Band
3 with cytoskeletal components // Arch. Biochem. Biophys.–
1983.– 227, N1.– P. 31-38.
13. Jennings M.L., Adams M.F. Modification by papain of the
structure and function of band 3, the erythrocyte anion transport
protein // Biochemistry.– 1981.– 20, N25.– P. 7118-7123.
14. Izomaa B., Hagerstrand H., Paatero G., Engblom A. C.
Permeability alteractions and antihaemolysis induced by
amphiphiles in human erythrocytes // Biochim. Biophys. Acta.–
1986.– 860, N3.– P. 510-524.
15. Lieber M.R., Steck T.L.J. Dynamics of the holes in human
erythrocyte membrane ghosts // Biol. Chem.– 1982.– 257,
N19.– P. 11660-11666.
16. MacDonald R.I. Trifluoperazine inhibits Sendai virus-induced
hemolysis // Biochim. Biophys. Acta.– 1986.– 856, N2.–
P.337-348.
17. Maeda N., Sieke M., Nakajima T. et al. Contribution of
glycoproteins to fibrinogen-induced aggregation of erythro-
cytes // Biochim. Biophys. Acta.– 1990.– 1022, N1.– P. 72-78.
18. Mishra K.P., Singh B.B. Temperature effects on resealing of
electrically hemolysed rabbit erythrocytes // Indian J. Exp. Biol.–
1987.– 24, N12.– P. 737-742.
19. Nwafor A., Coakley W.T. Drug-induced shape change in
erythrocytes correlates with membrane potential change and
is independent of glycocalyx charge // Biochem. Pharm.–
1985.– 34, N18.– P. 3329-3336.
20. Oku N., Nojima S., Inoue K. Selective release of non-
electrolytes from liposomes upon perturbation of bilayers by
temperature change or polyene antibiotics // Biochim. Biophys.
Acta.– 1980.– 595, N2.– P. 277-291.
21. Ruggiero A.C., Meirelles N.C. Effects of trifluoperazine on the
conformation and dynamics of membrane proteins in human
erythrocytes // Mol.Genet.Metab.– 1998.– 64, N2.– P. 148-151.
22. Sato Y., Yamakose H., Suzuki Y. Participation of band 3 protein
in hypotonic hemolysis of human erythrocytes // Biol. Pharm.
Bull.– 1993.– 16, N2.– P. 506-512.
23. Schrier S.L., Zachowski A., Devaux P.F. Mechanisms of
amphiphat-induced stomatocytosis in human erythrocytes //
Blood.– 1992.– 79, N3.– P. 782-786.
24. Schrier S., Malheiros S.V.P., Paula E. Surface active drugs:
self-association and interaction with membranes and
surfactants. Physicochemical and biological aspects //
Biochim. Biophys. Acta. – 2000.– 1508, N1-2 .– P. 210-234.
25. Yamaguchi T., Matsumoto M., Kimoto E. Effects of drugs, salts
and phospholipid vesicles on hemoglobin release from
hydrostatic pressure-treated human erythrocytes //
J. Biochem.– 1993.– 114, N4.– P. 576-581.
Поступила 16.04.2002
11. Horie T., Sugiyama Y., Awazu S., Hanano M. The correlation
between drug binding to the human erythrocyte and its
hemolytic activity // J. Pharm. Dyn.– 1981.– 4, N2.– P.116-122.
12. Hsu L., Morrison M. The interaction of human erythrocyte Band
3 with cytoskeletal components // Arch. Biochem. Biophys.–
1983.– 227, N1.– P. 31-38.
13. Jennings M.L., Adams M.F. Modification by papain of the
structure and function of band 3, the erythrocyte anion transport
protein // Biochemistry.– 1981.– 20, N25.– P. 7118-7123.
14. Izomaa B., Hagerstrand H., Paatero G., Engblom A. C.
Permeability alteractions and antihaemolysis induced by
amphiphiles in human erythrocytes // Biochim. Biophys. Acta.–
1986.– 860, N3.– P. 510-524.
15. Lieber M.R., Steck T.L.J. Dynamics of the holes in human
erythrocyte membrane ghosts // Biol. Chem.– 1982.– 257,
N19.– P. 11660-11666.
16. MacDonald R.I. Trifluoperazine inhibits Sendai virus-induced
hemolysis // Biochim. Biophys. Acta.– 1986.– 856, N2.–
P.337-348.
17. Maeda N., Sieke M., Nakajima T. et al. Contribution of
glycoproteins to fibrinogen-induced aggregation of erythro-
cytes // Biochim. Biophys. Acta.– 1990.– 1022, N1.– P. 72-78.
18. Mishra K.P., Singh B.B. Temperature effects on resealing of
electrically hemolysed rabbit erythrocytes // Indian J. Exp. Biol.–
1987.– 24, N12.– P. 737-742.
19. Nwafor A., Coakley W.T. Drug-induced shape change in
erythrocytes correlates with membrane potential change and
is independent of glycocalyx charge // Biochem. Pharm.–
1985.– 34, N18.– P. 3329-3336.
20. Oku N., Nojima S., Inoue K. Selective release of non-
electrolytes from liposomes upon perturbation of bilayers by
temperature change or polyene antibiotics // Biochim. Biophys.
Acta.– 1980.– 595, N2.– P. 277-291.
21. Ruggiero A.C., Meirelles N.C. Effects of trifluoperazine on the
conformation and dynamics of membrane proteins in human
erythrocytes // Mol.Genet.Metab.– 1998.– 64, N2.– P. 148-151.
22. Sato Y., Yamakose H., Suzuki Y. Participation of band 3 protein
in hypotonic hemolysis of human erythrocytes // Biol. Pharm.
Bull.– 1993.– 16, N2.– P. 506-512.
23. Schrier S.L., Zachowski A., Devaux P.F. Mechanisms of
amphiphat-induced stomatocytosis in human erythrocytes //
Blood.– 1992.– 79, N3.– P. 782-786.
24. Schrier S., Malheiros S.V.P., Paula E. Surface active drugs:
self-association and interaction with membranes and
surfactants. Physicochemical and biological aspects //
Biochim. Biophys. Acta. – 2000.– 1508, N1-2 .– P. 210-234.
25. Yamaguchi T., Matsumoto M., Kimoto E. Effects of drugs, salts
and phospholipid vesicles on hemoglobin release from
hydrostatic pressure-treated human erythrocytes //
J. Biochem.– 1993.– 114, N4.– P. 576-581.
Accepted in 16.04.2002
|