Протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова

Протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова

В условиях первичной культуры с использованием метода фиксации потенциала в конфигурации “целая клетка” и внутриклеточной перфузии были исследованы кинетика десенситизации токов, активируемых в нейронах дорсальнокорешковых ганглиев (ДКГ) крыс кратковременным смещением внеклеточного рН до 6.0, и изм...

Повний опис

Збережено в:
Бібліографічні деталі
Дата:2013
Автор: Петрушенко, Е.А.
Формат: Стаття
Мова:Russian
Опубліковано: Інститут фізіології ім. О.О. Богомольця НАН України 2013
Назва видання:Нейрофизиология
Онлайн доступ:http://dspace.nbuv.gov.ua/handle/123456789/148030
Теги: Додати тег
Немає тегів, Будьте першим, хто поставить тег для цього запису!
Назва журналу:Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine
Цитувати:Протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова / Е.А. Петрушенко // Нейрофизиология. — 2013. — Т. 45, № 1. — С. 9-15. — Бібліогр.: 24 назв. — рос.

Репозитарії

Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine
id irk-123456789-148030
record_format dspace
spelling irk-123456789-1480302019-02-17T01:26:22Z Протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова Петрушенко, Е.А. В условиях первичной культуры с использованием метода фиксации потенциала в конфигурации “целая клетка” и внутриклеточной перфузии были исследованы кинетика десенситизации токов, активируемых в нейронах дорсальнокорешковых ганглиев (ДКГ) крыс кратковременным смещением внеклеточного рН до 6.0, и изменения этих токов под действием кетанова. Все наблюдаемые протонактивируемые токи соответственно временны´м характеристикам затухания можно было разделить на три группы: с моноэкспоненциальной быстрой, моноэкспоненциальной медленной и биэкспоненциальной кинетиками десенситизации. Нейроны с быстрой моноэкспоненциальной кинетикой, в свою очередь, разделялись на две подгруппы. В подгруппе нейронов 1А постоянная времени десенситизации t варьировала в пределах 160–250 мс (n = 32), а в подгруппе 1Б – 250–1500 мс (n = 26). Нейроны с постоянной времени десенситизации 1500–5000 мс были отнесены к подгруппе 2А (n = 11), а клетки с наиболее медленным затуханием токов сформировали подгруппу 2Б (t > 5000 мс, n =7). Клетки группы 3, у которых токи демонстрировали биэкспоненциальную кинетику десенситизации, имели постоянную времени спада «быстрой» экспоненты 200–600 мс (n = 21). В условиях аппликации кетанова в концентрации 100 мкМ постоянная времени десенситизации рН-индуцированных токов в большинстве исследованных нейронов ДКГ уменьшалась на 15–20 %. В нейронах подгруппы 2А (затухание «моноэкспоненциальных» токов с t = 1500–5000 мс) токи под влиянием 100 мкМ кетанова демонстрировали не только ускорение десенситизации на 10–20 %, но и снижение амплитуды на 12–22 % В умовах первинної культури з використанням методу фіксації потенціалу в конфігурації “ціла клітина” та внутрішньоклітинної перфузії були досліджені кінетика десенситизації струмів, активованих у нейронах дорсальнокорінцевих гангліїв (ДКГ) щурів короткочасним зміщенням позаклітинного рН до 6.0, і зміни цих струмів під впливом кетанова. Всі спостережені протонактивовані струми відповідно часових характеристик можна було поділити на три групи: з моноекспоненціальною швидкою, моноекспоненціальною повільною та біекспоненціальною кінетиками десенситизації. Нейрони із швидкою моноекспоненціальною кінетикою, в свою чергу, розділялися на дві підгрупи. У підгрупі нейронів 1А стала часу десенситизації τ варіювала в межах 160–250 мс (n = 32), а в підгрупі 1Б – 250–1500 мс (n = = 26). Нейрони із сталою часу десенситизації 1500–5000 мс були віднесені до підгрупи 2А (n = 11), а клітини з найповільнішим згасанням струмів сформували підгрупу 2Б (τ > 5000 мс, n =7). Клітини, в яких струми демонстрували біекспоненціальну кінетику десенситизації, утворювали групу 3 зі сталою часу спаду „швидкої” експоненти 200– 600 мс (n = 21). В умовах аплікації кетанова в концентрації 100 мкМ стала часу десенситизації рН-індукованих струмів у більшості досліджених нейронів ДКГ зменшувалася на 15–20 %. У нейронах підгрупи 2А (із згасанням „моноекспоненціальних” струмів з τ = 1500–5000 мс) струми під впливом 100 мкМ кетанова демонстрували не тільки прискорення десенситизації на 10–20 %, але й зниження амплітуди на 12–22 %. 2013 Article Протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова / Е.А. Петрушенко // Нейрофизиология. — 2013. — Т. 45, № 1. — С. 9-15. — Бібліогр.: 24 назв. — рос. 0028-2561 http://dspace.nbuv.gov.ua/handle/123456789/148030 612.822 + 615.212 ru Нейрофизиология Інститут фізіології ім. О.О. Богомольця НАН України
institution Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine
collection DSpace DC
language Russian
description В условиях первичной культуры с использованием метода фиксации потенциала в конфигурации “целая клетка” и внутриклеточной перфузии были исследованы кинетика десенситизации токов, активируемых в нейронах дорсальнокорешковых ганглиев (ДКГ) крыс кратковременным смещением внеклеточного рН до 6.0, и изменения этих токов под действием кетанова. Все наблюдаемые протонактивируемые токи соответственно временны´м характеристикам затухания можно было разделить на три группы: с моноэкспоненциальной быстрой, моноэкспоненциальной медленной и биэкспоненциальной кинетиками десенситизации. Нейроны с быстрой моноэкспоненциальной кинетикой, в свою очередь, разделялись на две подгруппы. В подгруппе нейронов 1А постоянная времени десенситизации t варьировала в пределах 160–250 мс (n = 32), а в подгруппе 1Б – 250–1500 мс (n = 26). Нейроны с постоянной времени десенситизации 1500–5000 мс были отнесены к подгруппе 2А (n = 11), а клетки с наиболее медленным затуханием токов сформировали подгруппу 2Б (t > 5000 мс, n =7). Клетки группы 3, у которых токи демонстрировали биэкспоненциальную кинетику десенситизации, имели постоянную времени спада «быстрой» экспоненты 200–600 мс (n = 21). В условиях аппликации кетанова в концентрации 100 мкМ постоянная времени десенситизации рН-индуцированных токов в большинстве исследованных нейронов ДКГ уменьшалась на 15–20 %. В нейронах подгруппы 2А (затухание «моноэкспоненциальных» токов с t = 1500–5000 мс) токи под влиянием 100 мкМ кетанова демонстрировали не только ускорение десенситизации на 10–20 %, но и снижение амплитуды на 12–22 %
format Article
author Петрушенко, Е.А.
spellingShingle Петрушенко, Е.А.
Протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова
Нейрофизиология
author_facet Петрушенко, Е.А.
author_sort Петрушенко, Е.А.
title Протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова
title_short Протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова
title_full Протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова
title_fullStr Протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова
title_full_unstemmed Протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова
title_sort протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова
publisher Інститут фізіології ім. О.О. Богомольця НАН України
publishDate 2013
url http://dspace.nbuv.gov.ua/handle/123456789/148030
citation_txt Протонактивируемые ионные токи в нейронах спинальных ганглиев крыс и действие на них кетанова / Е.А. Петрушенко // Нейрофизиология. — 2013. — Т. 45, № 1. — С. 9-15. — Бібліогр.: 24 назв. — рос.
series Нейрофизиология
work_keys_str_mv AT petrušenkoea protonaktiviruemyeionnyetokivnejronahspinalʹnyhganglievkrysidejstvienanihketanova
first_indexed 2025-07-11T03:44:10Z
last_indexed 2025-07-11T03:44:10Z
_version_ 1837320584514502656
fulltext NEUROPHYSIOLOGY / НЕЙРОФИЗИОЛОГИЯ.—2013.—T. 45, № 1 9 УДК 612.822 + 615.212 Е. А. ПЕТРУШЕНКО1 ПРОТОНАКТИВИРУЕМЫЕ ИОННЫЕ ТОКИ В НЕЙРОНАХ СПИНАЛЬНЫХ ГАНГЛИЕВ КРЫС И ДЕЙСТВИЕ НА НИХ КЕТАНОВА Поступила 12.07.2012. В условиях первичной культуры с использованием метода фиксации потенциала в конфигурации “целая клетка” и внутриклеточной перфузии были исследованы кине­ тика десенситизации токов, активируемых в нейронах дорсальнокорешковых гангли­ ев (ДКГ) крыс кратковременным смещением внеклеточного рН до 6.0, и изменения этих токов под действием кетанова. Все наблюдаемые протонактивируемые токи со­ ответственно временны́м характеристикам затухания можно было разделить на три группы: с моноэкспоненциальной быстрой, моноэкспоненциальной медленной и би­ экспоненциальной кинетиками десенситизации. Нейроны с быстрой моноэкспоненци­ альной кинетикой, в свою очередь, разделялись на две подгруппы. В подгруппе ней­ ронов 1А постоянная времени десенситизации t варьировала в пределах 160–250 мс (n = 32), а в подгруппе 1Б – 250–1500 мс (n = 26). Нейроны с постоянной времени десен­ ситизации 1500–5000 мс были отнесены к подгруппе 2А (n = 11), а клетки с наиболее медленным затуханием токов сформировали подгруппу 2Б (t > 5000 мс, n =7). Клетки группы 3, у которых токи демонстрировали биэкспоненциальную кинетику десенсити­ зации, имели постоянную времени спада «быстрой» экспоненты 200–600 мс (n = 21). В условиях аппликации кетанова в концентрации 100 мкМ постоянная времени десен­ ситизации рН­индуцированных токов в большинстве исследованных нейронов ДКГ уменьшалась на 15–20 %. В нейронах подгруппы 2А (затухание «моноэкспоненциаль­ ных» токов с t = 1500–5000 мс) токи под влиянием 100 мкМ кетанова демонстрировали не только ускорение десенситизации на 10–20 %, но и снижение амплитуды на 12–22 %. КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: протонактивируемые ионные каналы, сенсорные нейроны, кинетика десенситизации рецептора, противовоспалительные обезболивающие препараты, кетанов (трометамин кеторолака). 1 Институт физиологии им. А. А. Богомольца НАН Украины, Киев (Украина). Эл почта: petrushenko@biph.kiev.ua (Е. А. Петрушенко). ВВЕДЕНИЕ Ацидификация межклеточной среды является од­ ним из существенных факторов, сопровождающих воспалительный процесс. Первичные сенсорные нейроны системы болевой чувствительности реа­ гируют на закисление среды генерацией входящих протонактивируемых токов. Известно, что в мем­ бране нервных клеток существуют протончувстви­ тельные ионные каналы (ASIC) нескольких типов [1–6], которые ответственны за генерацию упомя­ нутых токов. Агенты, которые специфически угнетают актив­ ность нейронов, входящих в систему ноцицепции, позволяют в той или иной степени нейтрализо­ вать чувство боли (желательно без вмешательства в другие физиологические процессы и возможных побочных эффектов). Для устранения воспалитель­ ного процесса и боли в медицине широко приме­ няются нестероидные противовоспалительные препараты (НПВП). Одним из таких препаратов яв­ ляется кетанов (трометамин кеторолака), который обладает выраженным обезболивающим действи­ ем. Предполагается, что механизм его действия связан в основном с неспецифическим ингиби­ рованием циклооксигеназ и подавлением синтеза провоспалительных простагландинов – производ­ ных арахидоновой кислоты. В ряде работ, однако, высказываются предположения о том, что обезбо­ ливающее действие НПВП может основываться и на других механизмах, в частности на подавлении NEUROPHYSIOLOGY / НЕЙРОФИЗИОЛОГИЯ.—2013.—T. 45, № 110 Е. А. ПЕТРУШЕНКО активности протончувствительных ионных кана­ лов [7–10]. Мы исследовали изменения кинетики протонак­ тивируемых ионных токов в мембране первичных афферентных нейронов (клеток дорсальнокореш­ ковых ганглиев – ДКГ) крыс под действием упомя­ нутого аналгетика (кетанова). МЕТОДИКА Получение изолированных нейронов. Эксперименты были проведены на нейронах ДКГ, полученных от 10–12­дневных крыс линии Вистар и находящихся в условиях первичной культуры. Ганглии выделя­ ли у животного, подвергнутого декапитации после предварительной эфирной анестезии. Выделение проводилось в модифицированной среде Далбекко (DME, D5648) c добавлением натрия бикарбоната; раствор постоянно насыщался карбогеном (95 % О2 + + 5 % СО2). Сразу после препарирования ганглии помещали в чашку Петри со средой, охлажденной до 4 °С. Для ферментативной обработки ганглии переносили в среду, содержащую в себе 3 мг/мл трипсина и 1 мг/мл коллагеназы (тип IV) и инкуби­ ровали при температуре 33–34 °С в течение 30 мин. Отмывание от смеси ферментов проводилось в усло­ виях комнатной температуры двукратно со сменой среды. Затем ганглии переносили на дно чашек Пе­ три с 2 мл среды для инкубации, включающей в себя 90 % DME, 10 % сыворотки эмбрионов телят (FCS) и 0.02 % гентамицина сульфата. Ткань ган­ глиев диспергировали, последовательно пропуская через стеклянные пипетки с диаметрами отверстия 1.0 и 0.5 мм. Чашки Петри с суспензией клеток по­ мещали в инкубатор при 37 °С на 30 мин; культиви­ рование проводили в среде воздуха, обогащенного СО2 до 5 %. Регистрацию токов выполняли через 3–24 ч после начала инкубации. Регистрация трансмембранных токов. Для ре­ гистрации ионных токов через мембрану иссле­ дуемых нейронов применяли метод «пэтч­клэмп» в конфигурации «целая клетка» и внутриклеточ­ ную перфузию с использованием стеклянных ми­ кропипеток [11]. Микропипетки изготавливали по методу Неера и соавт. [12]. Диаметр отверстия ми­ кропипетки составлял 3–4 мкм; она заполнялась внутриклеточным раствором, содержавшим в себе 110 мМ KF и 20 мМ Tris­НСl (рН 7.3). После установления гигаомного плотного кон­ такта и прорыва клеточной мембраны пипетку с клеткой с помощью манипуляторов помещали в стеклянную трубку, заполненную внеклеточным раствором 1 следующего состава (в миллимолях на 1 л): NaCl – 130, KCl – 5, CaCl2 – 2, MgCl2 – 1, HEPES – 20 (рН 7.4). В процессе эксперимента раствор 1 заменяли раствором 2 с пониженным рН (6.0). Данный раствор имел следующий состав (в миллимолях на 1 л): NaCl – 130, KCl – 5, CaCl2 – 2, MgCl2 – 1, MES – 20; рН доводили до нужного зна­ чения раствором NaOH. Использование в наших экспериментах устрой­ ства «прыгающий столик» («Pharma Robot», Укра­ ина) и электромагнитного клапана позволяло про­ изводить весьма быструю (в течение 15–20 мс) замену внеклеточного раствора. Время регистра­ ции токов обычно составляло 5–10 с. Исследования на клетках начинались после ста­ билизации видимых потенциалзависимых токов и тока утечки. Стеклянную трубку с клеткой и ми­ кропипеткой перемещали из внеклеточного рас­ твора 1 в раствор 2. После регистрации протонак­ тивируемого тока проводилось отмывание клетки исходным раствором. Аппроксимация кривых десенситизации. Кривые десенситизации аппроксимировали соответствен­ но следующим формулам [3]: В случаях моноэкспоненциальной кинетики: I = I0 + A exp(–t/τ), где I – ток в момент времени t, I0 – недесенситизирующийся компонент тока, А – величина затухания тока в момент времени t; τ – постоянная времени затухания. В случаях биэкспоненциальной кинетики: I = I0 + + Afast exp(–t/τfast) + Aslow exp(–t/τslow), где I – ток в мо­ мент времени t, I0 – недесенситизирующийся ток, Аfast и Аslow –амплитуды «быстрого» и «медленного» компонентов соответственно, τfast и τslow – постоян­ ные времени затухания этих компонентов соответ­ ственно. Для формулы (1) I0 +А = 1; в случае формулы (2) I0 +A fast + A slow = 1. Перед процедурой аппроксимации каждую кри­ вую нормировали относительно максимума отри­ цательного значения тока. РЕЗУЛЬТАТЫ Всего были исследованы 103 нейрона, изолирован­ ных из ДКГ крыс. Под действием снижения рН вне­ клеточного раствора до 6.0 в большинстве тести­ рованных нейронов наблюдались входящие токи NEUROPHYSIOLOGY / НЕЙРОФИЗИОЛОГИЯ.—2013.—T. 45, № 1 11 ПРОТОНАКТИВИРУЕМЫЕ ИОННЫЕ ТОКИ В НЕЙРОНАХ СПИНАЛЬНЫХ ГАНГЛИЕВ 0 1000 2000 3000 4000 5000 8000 9000 10000 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 амплитудой 1–17 нА, активирующиеся в течение десятков миллисекунд и затухающие в течение 1–20 с. Анализ кинетики спада рН­индуцированных то­ ков (т. е. десенситизации соответствующих кана­ лов) позволил дифференцировать клетки с моно­ и биэкспоненциальным характером этих процессов. Из 103 исследованных нами клеток в 76 нейронах наблюдались токи с моноэкспоненциальным зату­ ханием, а в 27 клетках (26 %) данный процесс был биэкспоненциальным. Кинетика спада токов харак­ теризовалась весьма высокой вариабельностью; у нейронов с моноэкспоненциальной десенситизаци­ ей протонактивируемых каналов значения постоян­ ной времени t варьировали от 100–150 мс до 8–10 с (рис. 1). Как видно из данного рисунка, в пределах упомянутой выше общей выборки согласно харак­ теристикам рН­индуцированных токов можно было выделить две группы, каждая из которых, в свою очередь, разделялась на две подгруппы. Наиболее многочисленную группу составляли нейроны с от­ носительно «быстрыми» протонактивируемыми токами. В подгруппе 1А (клетки с быстрым моно­ экспоненциальным затуханием токов) t находилась в границах 160–250 мс (n = 32). Для подгруппы 1Б были характерны значения t от 250 до 1500 мс τ = 195 мс2 нА 2 нА 1 нА 4 нА мс 500 мс 500 мс 1 с 1 с τ = 3448 мс τ = 411 мс τ = 9730 мс A В Д Б Г Р и с. 1. Характеристики протонактивируемых трансмембранных токов, наблюдаемых в нейро­ нах дорсальнокорешковых ганглиев и имеющих моноэкспоненциальную кинетику спада. А – Г – примеры токов с различными значениями постоянной времени затухания t (мс); Д – гистограмма (по оси абсцисс – τ, мс; по оси ординат – количество нейронов с соответствующей τ). Р и с. 1. Характеристики протонактивованих трансмембранних струмів, які спостерігалися в нейронах дорсальнокорінцевих гангліїв і мали моноекспоненціальну кінетику спаду. NEUROPHYSIOLOGY / НЕЙРОФИЗИОЛОГИЯ.—2013.—T. 45, № 112 Е. А. ПЕТРУШЕНКО (n = 26). Подгруппа 2А включала в себя клетки с промежуточными значениями t (1500–5000 мс; n = 11). Нейроны с наиболее медленным моноэкс­ поненциальным затуханием рН­индуцированных токов вошли в подгруппу 2Б (t > 5000 мс; n = 7). На рис. 2 представлены результаты вычислений кривых затухания токов, которые аппроксимиро­ вались двумя экспонентами, в 27 исследованных клетках ДКГ. Постоянная времени второй экспо­ ненты биэкспоненциальных токов подробно не ис­ следовалась, поскольку ее значения были весьма велики и вариабельны. Как видно из рис. 2, у большинства нейронов, в которых токи характеризовались указанной биэкс­ поненциальной кинетикой десенситизации соот­ ветствующих рецепторов, постоянная времени спа­ да быстрой экспоненты tfast варьировала от 200 до 600 мс (n = 21). В двух клетках наблюдались биэкс­ поненциальные токи с постоянной времени «бы­ строй» экспоненты tfast менее 200 мс, а в четырех tfast превышала 600 мс. Результаты исследования изменений характери­ стик затухания различных рН­активируемых то­ ков под действием кетанова показали, что данный фармакологический агент обычно вызывал умень­ шение постоянных времени спада таких токов. Не­ значительный эффект кетанова наблюдался уже при его концентрации 10 мкМ. Под влиянием 50– 100 мкМ кетанова постоянная времени затухания моноэкспоненциальных «быстрых» токов во всех случаях уменьшалась приблизительно на 15–20 % (рис. 3, А). У биэкспоненциальных протонактивируемых то­ ков постоянная времени спада «быстрой» экспо­ ненты (tfast) также снижалась на 15–20 %, как и в условиях моноэкспоненциальных токов. Постоянная времени затухания «медленных» мо­ ноэкспоненциальных токов подгруппы 2А с про­ межуточными значениями скорости данного про­ цесса (t = 1500–5000 мс) уменьшалась на 10–20 % (рис. 4, Б). Однако необходимо отметить, что у то­ ков, наблюдаемых в нейронах этой подгруппы, под 200 400 600 800 1000 0 5 10 Р и с. 2. Характеристики протонактивируемых токов с биэкспоненциальной кинетикой спада. А, Б – примеры токов с различными значениями постоянной времени «быстрого» компонента затухания (τfast, мс); В – гистограмма распределения нейронов с биэкспоненциальным спадом. По оси абсцисс – τfast, мс. Р и с. 2. Характеристики протонактивованих струмів з біекспоненціальною кінетикою спаду. τfast = 238 мс τfast = 393 мс 2 нА 2 нА мс 500 мс 500 мс A В NEUROPHYSIOLOGY / НЕЙРОФИЗИОЛОГИЯ.—2013.—T. 45, № 1 13 ПРОТОНАКТИВИРУЕМЫЕ ИОННЫЕ ТОКИ В НЕЙРОНАХ СПИНАЛЬНЫХ ГАНГЛИЕВ действием кетанова происходило не только замет­ ное уменьшение постоянной времени спада, но и падение амплитуды на 12–22 %. Постоянная времени спада «медленных» моно­ экспоненциальных токов в нейронах подгруппы 2Б со значениями t > 5000 мс уменьшалась на 10–15 % (рис. 3, В). Амплитуда токов в клетках этой под­ группы под действием 100 мкМ кетанова не изме­ нялась. ОБСУЖДЕНИЕ Протонуправляемые ионные каналы (ASIC) от­ носятся к подсемейству тетродотоксиннечув­ ствительных натриевых каналов, образуемых белками­дегенеринами (NaC/DEG). Первичные по­ следовательности молекул этих белков образуют два трансмембранных домена и внеклеточную пет­ лю. Предполагается, что первый трансмембранный домен участвует в формировании поры и обеспечи­ вает селекцию ионов [3]. В чувствительных нейро­ нах ДКГ млекопитающих субъединицы ASIC могут образовывать гомо­ и гетеромультимерные каналы; окончательный результат определяется экспресси­ ей тех или иных генов, кодирующих в исследуе­ мых клетках разные субъединицы. На сегодняшний день в спинальных нейронах идентифицированы следующие субъединицы ASIC: ASIC1 (формы a и b), ASIC2 (формы a и b) и ASIC3 (DRASIC). Точ­ ные комбинации субъединиц, функционирующих в природных протонактивируемых ионных каналах, пока не установлены, но оба вида гомо­ и гетеро­ мерных каналов, вероятно, сосуществуют [4, 6, 10, 13–18]. ASIC­каналы, сформированные из разных субъединиц, характеризуются различной кинети­ кой индуцированных токов. Гетеромерные кана­ лы ASIC1a+3, ASIC1b+3 и ASIC2a+3 отличаются меньшими значениями временны́х параметров де­ сенситизации, чем соответствующие гомомерные каналы [10, 13–16]. Учитывая параметры рассчитанной нами кине­ тики затухания различных протонактивируемых токов, а также данные литературы, можно пред­ положить следующее соответствие между описан­ ными видами токов и известными видами каналов ASIC. Моноэкспоненциальные «быстрые» токи в клет­ ках подтипа 1А с крайними значениями τ десенси­ тизации 160–250 мс могут, видимо, переноситься через каналы ASIC2, которые присутствуют в боль­ ших механочувствительных нейронах ДКГ [9]. За моноэкспоненциальные «быстрые» токи подтипа 1Б (τ = 250–1500 мс), возможно, ответственны ка­ налы ASIC3 (рН50 = 6.2–6.7). Моноэкспоненциаль­ ные же «медленные» токи в нейронах подтипа 2А (τ = 1500–5000 мс), вероятно, переносятся через ка­ налы ASIC1а (рН50 = 6.2–6.8) [14–16]. Наиболее «медленные» моноэкспоненциальные токи в клетках подтипа 2Б (τ > 5000 мс) могут пе­ 2 нА 3 2 2 2 1 1 1 1 нА 4 нА 500 мс 1 с 1 с А Б В Р и с. 3. Влияние кетанова на протонактивируемые трансмем­ бранные токи в нейронах дорсальнокорешковых ганглиев. А – «быстрые» токи в нейроне группы 1: 1 – в контроле (стрелкой указан момент снижения рН внеклеточного раствора до 6.0); 2 – в условиях действия 20, 3 – 50 мкМ кетанова. Б – токи в нейроне подгруппы 2А: 1 – в контроле, 2 – в условиях действия 100 мкм кетанова. В – токи в нейроне подгруппы 2Б. Обозначения те же, что и на рис. Б, 2. Р и с. 3. Вплив кетанова на протонактивовані трансмембранні струми в нейронах дорсальнокорінцевих гангліїв. NEUROPHYSIOLOGY / НЕЙРОФИЗИОЛОГИЯ.—2013.—T. 45, № 114 Е. А. ПЕТРУШЕНКО реноситься через каналы ASIC1b (ASIC­бета). Эти каналы активируются при значениях рН 5.9–6.4 и, в отличие от ASIC1а, не пропускают ионов Са2+. Необходимо упомянуть, что каналы ASIC1b встре­ чаются только в соматосенсорных нейронах ДКГ малого и большого диаметров, но отсутствуют в симпатических нейронах [14, 15, 17, 18]. К каналам с биэкспоненциальной кинетикой десенситизации могут относиться гетеромер­ ные каналы ASIC1a+3, ASIC1b+3, ASIC1a+2a+3, ASIC1b+2a+3 и ASIC2a+3. Среднее значение по­ стоянной времени десенситизации первой экспо­ ненты у токов этой группы (τfast) составляло 317 ± ± 114 мс (n = 21). Известно, что для каналов ASIC 2а+3 характерны наличие постоянного компонен­ та в кинетике десенситизации и большие значения проводимости [15, 16, 19–22]. Исследование изменения кинетики десенсити­ зации рН­чувствительных каналов под действием различных фармакологических агентов представ­ ляет очевидный интерес в аспекте поиска как эф­ фективных обезболивающих препаратов, так и мо­ лекулярных зондов, позволяющих изучать свойства различных субъединиц каналов ASIC и идентифи­ASIC и идентифи­ и идентифи­ цировать разные типы и подтипы этих каналов. Считается, что механизм действия противовос­ палительных препаратов главным образом основы­ вается на их ингибирующем влиянии на фермент циклооксигеназу, необходимую для синтеза про­ стагландинов [7, 8, 23]. С другой стороны, выска­ зывалось предположение [24], что обезболивающее действие кетанова может быть связано с действи­ ем на нейроны ЦНС и не обусловлено влиянием на рецепторы простагландинов или опиоидов. Были получены ряд данных об ингибирующем влиянии НПВП как на активность рН­чувствительных ион­ ных каналов в нейронах спинальных ганглиев, так и на индуцированное воспалением повышение экс­ прессии таких каналов [9]. Мы исследовали влияние кетанова на рН­ активируемые токи в первичных сегментарных со­ матосенсорных нейронах (нейронах ДКГ) крысы. Как выяснилось, данный препарат в концентрации 100 мкМ обусловливал ускорение десенситизации протонактивируемых токов, что отражалось в неко­ тором уменьшении постоянной времени указанно­ го процесса. У большинства токов при этом каких­ либо изменений амплитуды не обнаруживалось. В то же время у токов с моноэкспоненциальным за­ туханием и значениями τ 1500–5000 мс (подгруппа 2А) амплитуда токов под влиянием 100 мкМ кета­ нова заметно (на 12–22 %) снижалась. Мы предпо­ лагаем, что такие токи переносятся через каналы ASIC1а. По данным Бенсона и соавт. [14], каналы ASIC1а десенситизируются с моноэкспоненциаль­ ной кинетикой и τ = 1400–5000 мс. Функциониро­ вание этих каналов связывают с развитием болевых ощущений при ишемии и воспалении. Необходи­ мо отметить, что для каналов ASIC1а, в отличие от других каналов семейства ASIC, был найден вы­ сокоспецифический блокатор палмотоксин­1 [13]. Кроме того, оказалось, что протонактивируемые токи, опосредованные каналами ASIC1a, под вли­ASIC1a, под вли­1a, под вли­a, под вли­, под вли­ янием 0.5 мМ таких НПВП, как диклофенак, флур­ бипрофен и ибупрофен, подавляются [10]. Таким образом, влияние кетанова на протонак­ тивируемые токи, характеризующиеся промежу­ точными значениями скорости десенситизации (τ = 1500–5000 мс), заметно более выражено, чем на токи с иными характеристиками затухания. По­ скольку есть основания полагать, что такие токи переносятся через каналы ASIC1а, относитель­ но специфически связанные с генерацией болевых сигналов, не исключено, что именно упомянутый выше аспект действия кетанова имеет особое от­ ношение к аналгетическим эффектам данного пре­ парата. О. А. Петрушенко1 ПРОТОНАКТИВОВАНІ ІОННІ СТРУМИ В НЕЙРОНАХ СПІНАЛЬНИХ ГАНГЛІЇВ ЩУРІВ І ДІЯ НА НИХ КЕТАНОВА 1 Інститут фізіології ім. О. О. Богомольця НАН України, Київ (Україна). Р е з ю м е В умовах первинної культури з використанням методу фік­ сації потенціалу в конфігурації “ціла клітина” та внутріш­ ньоклітинної перфузії були досліджені кінетика десенсити­ зації струмів, активованих у нейронах дорсальнокорінцевих гангліїв (ДКГ) щурів короткочасним зміщенням позаклітин­ ного рН до 6.0, і зміни цих струмів під впливом кетанова. Всі спостережені протонактивовані струми відповідно ча­ сових характеристик можна було поділити на три групи: з моноекспоненціальною швидкою, моноекспоненціальною повільною та біекспоненціальною кінетиками десенсити­ зації. Нейрони із швидкою моноекспоненціальною кінети­ кою, в свою чергу, розділялися на дві підгрупи. У підгрупі нейронів 1А стала часу десенситизації τ варіювала в меж­ ах 160–250 мс (n = 32), а в підгрупі 1Б – 250–1500 мс (n = = 26). Нейрони із сталою часу десенситизації 1500–5000 мс NEUROPHYSIOLOGY / НЕЙРОФИЗИОЛОГИЯ.—2013.—T. 45, № 1 15 ПРОТОНАКТИВИРУЕМЫЕ ИОННЫЕ ТОКИ В НЕЙРОНАХ СПИНАЛЬНЫХ ГАНГЛИЕВ були віднесені до підгрупи 2А (n = 11), а клітини з най­ повільнішим згасанням струмів сформували підгрупу 2Б (τ > 5000 мс, n =7). Клітини, в яких струми демонструва­ ли біекспоненціальну кінетику десенситизації, утворювали групу 3 зі сталою часу спаду „швидкої” експоненти 200– 600 мс (n = 21). В умовах аплікації кетанова в концентрації 100 мкМ стала часу десенситизації рН­індукованих стру­ мів у більшості досліджених нейронів ДКГ зменшувалася на 15–20 %. У нейронах підгрупи 2А (із згасанням „моно­ експоненціальних” струмів з τ = 1500–5000 мс) струми під впливом 100 мкМ кетанова демонстрували не тільки при­ скорення десенситизації на 10–20 %, але й зниження амплі­ туди на 12–22 %. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 1. O. Poirot, T. Berta, J. Decosted, and S. Kellenberg, “Distinct ASIC currents are expressed in rat putative nociceptors and are modulated by nerve injury,” J. Physiol., 576, No. 1, 215­ 234 (2006). 2. O. A. Krishtal and V. I. Pidoplichko, “A receptor for protons in the membrane of sensory neurons may participate in nociception,” Neuroscience, 6, No. 12, 2599­2601 (1981). 3. О. И. Островская, Т. М. Волкова, О. А. Крышталь, “Свойства протонактивируемых ионных каналов в сенсорных нейронах крыс”, Нейрофизиология / Neurophysiology, 35, № 2, 90­98 (2003). 4. O. Krishtal, “The ASICs: signaling molecules? Modulators?” Trends Neurosci., 26, No. 9, 477­483 (2003). 5. D. Alvares de la Rosa, P. Zhang, D. Shao, et al., “Functional implications of the localization and activity of acid­sensitive channels in rat peripheral nervous system,” Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 99, No. 4, 2326­2331 (2002). 6. E. Lingueglia, “Acid­sensing ion channels in sensory perception,” J. Biol. Chem., 282, 17325­17329 (2007). 7. T. D. Warner, F. Giuliano, I. Vojnovic, et al., “Nonsteroid drug selectivites for cyclo­oxygenase­1 rather than cyclo­ oxygenase­2 are associated with numan gastrointestinal toxicity: a full in vitro analysis,” Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96, 7563­7568 (1999). 8. G. A. Ushakova, N. V. Kozubenko, and Y. Y. Kobeliatsky, “Ketanov prevents changes in the level of calcium­ binding protein S­100­Beta under postoperation pain,” Нейрофизиология/Neurophysiology, 34, № 2/3, 252­254 (2002). 9. N. Voilley, J. Weille, J. Mamet, and M. Lazdunski, “Nonsteroid anti­inflammatory drugs inhibit both the activity and the inflammation­induced expression of acid­sensing ion channels in nociceptors,” J. Neurosci., 21, No. 20, 8026­8033 (2001). 10. N. Jang, K. Ran, R. Johnson, and B. Cooper, “The proton sensitivity, Ca2+ permeability and molecular basis of ASIC channels expressed in glabrous and hairy skin afferents,” J. Neurophysiol., 95, No. 1, 2­57 (2006). 11. P. G. Kostyuk, “Intracellular perfusion of nerve cells and its effects on membrane currents,” Physiol. Rev., 64, No. 2, 435­ 454 (1984). 12. O. P. Hamill, A. Marty, E. Neher, et al., “Improved patch­ clamp techniques for high­resolution current recording from cells and cell­free membrane patches,” Pflügers Arch., 391, No. 2, 85­100 (1981). 13. P. Escoubas, J. De Weille, A. Lecoq, et al., “Isolation of a tarantula toxin specific for a class of protongated Na+ channels,” J. Biol. Chem., 275, 25116­25121 (2000). 14. C. J. Benson, J. Xie, J. A. Wemmie, et al., “Heteromultimers of DEG/EnaC subunit form H­gated channels in mouse sensory neurons,” Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 99, 2338­2343 (2002). 15. M. Hesselager, D. Timmermann, and P. Ahring, “pH­ dependency and desensitization kinetics of heterologously expressed combinations of ASIC subunits,” J. Biol. Chem., 279, 11006­11015 (2004). 16. X. Jinghui, M. P. Price, A. L. Berger, and M. J. Welsh, “DRASIC contributes to pH­gated currents in large dorsal root ganglion sensory neurons by forming heteromultimeric channels,” J. Neurophysiol., 87, 2835­2843 (2002). 17. C. Chen, S. England, A. Akopian, and J. Wood, “A sensory neuron­specific, proton­gated ion channel,” Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 95, 10240­10245 (1998). 18. E. Bassler, T. Ngo­Anh, H. Geisler, et al., “Molecular and functional characterization of acid­sensing ion channel (ASIC) 1b,” J. Biol. Chem., 276, 33782­33787 (2001). 19. K. Babinski, S. Catarsi, G. Biagini, and P. Séguéla, “Mammalian ASIC2a and ASIC3 subunits co­assemble into heteromeric proton­gated channels sensitive to Gd3+,” J. Biol. Chem., 275, 28519­28525 (2000). 20. S. Sutherland, C. Benson, J. Adelman, and E. McCleskey, “Acid­sensing ion channel 3 matches the acid­gated current in cardiac ischemia­sensing neurons,” Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 711­716 (2001). 21. J. Yagi, H. Wenk, L. Naves, and E. McCleskey, “Sustained currents through ASIC3 ion channels at the modest pH changes that occur during myocardial ischemia,” Circ. Res., 99, 501­ 509 (2006). 22. R. Waldmann, F. Bassilana, J. De Weille, et al., “Molecular cloning of a non­inactivating proton­gated Na+ channel spe­ cific for sensory neurons,” J. Biol. Chem., 272, 20975­20978 (1997). 23. T. Walters, M. Raizman, P. Ernest, et al., “In vivo pharmaco­ kinetics and in vitro pharmacodynamics of nepafenac, amfe­ nac, ketorolac and bromfenac,” J. Cataract Refract Surg., 33, No. 9, 1539­1545 (2007). 24. D. Bustamantea and C. Paeile, “Ketorolac tromethamine: An experimental study of its analgesic effects in the rat,” Gen. J. Pharmacol., 24, No. 3, 693­698 (1993).

Схожі ресурси