Криоэлектронная микроскопия как инструмент системной биологии, структурного анализа и экспериментального воздействия на клетки. Комплексный аналитический обзор новейших работ
Целью настоящей работы является демонстрация нового взгляда на криоэлектронную микроскопию биологических структур как на простой многофакторный инструмент системной биологии, допускающий применение его для ультраструктурного позиционно-чувствительного и динамического анализа в молекулярной цитоморфо...
Збережено в:
| Дата: | 2014 |
|---|---|
| Автори: | , |
| Формат: | Стаття |
| Мова: | Russian |
| Опубліковано: |
Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України
2014
|
| Назва видання: | Проблемы криобиологии и криомедицины |
| Теми: | |
| Онлайн доступ: | http://dspace.nbuv.gov.ua/handle/123456789/68835 |
| Теги: |
Додати тег
Немає тегів, Будьте першим, хто поставить тег для цього запису!
|
| Назва журналу: | Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine |
| Цитувати: | Криоэлектронная микроскопия как инструмент системной биологии, структурного анализа и экспериментального воздействия на клетки. Комплексный аналитический обзор новейших работ / О.В. Градов, М.А. Градова // Проблемы криобиологии и криомедицины. — 2014. — Т. 24, № 3. — С. 193-211. — Бібліогр.: 133 назв. — рос., англ. |
Репозитарії
Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine| id |
irk-123456789-68835 |
|---|---|
| record_format |
dspace |
| spelling |
irk-123456789-688352014-10-11T22:48:04Z Криоэлектронная микроскопия как инструмент системной биологии, структурного анализа и экспериментального воздействия на клетки. Комплексный аналитический обзор новейших работ Градов, О.В. Градова, М.А. Обзоры Целью настоящей работы является демонстрация нового взгляда на криоэлектронную микроскопию биологических структур как на простой многофакторный инструмент системной биологии, допускающий применение его для ультраструктурного позиционно-чувствительного и динамического анализа в молекулярной цитоморфологии и смежных дисциплинах. Рассматриваются различные методы криоэлектронной аналитики и соответствующие системно-биологические интерпретации, систематизация которых может быть полезна для начальной постановки прогрессивных задач при исследованиях данными методами и последующей обработки полученных результатов. Показано, что системность методологии криоэлектронной микроскопии напрямую корреспондирует с системностью и многопараметрическим характером её аналитов в рамках системной биологии. Приводятся данные по использованию криоэлектронной микроскопии в микроструктурной обработке и микроманипуляциях на клетках (т. н. micromachining), а также в разработке молекулярных машин. Приведенные в настоящем аналитическом обзоре сведения основаны на данных криоэлектронной микроскопии последних лет. Метою даної роботи є демонстрація нового погляду на кріоелектронну мікроскопію біологічних структур як на простий багатофакторний інструмент системної біології, який допускає застосування його для ультраструктурного позиційно-чутливого, а також динамічного аналізу в молекулярній цитоморфології та суміжних дисциплінах. Розглядаються різні методи кріоелектронної аналітики та відповідні системно-біологічні інтерпретації, систематизація яких може бути корисною для початкової постановки прогресивних задач під час досліджень цими методами та наступної обробки отриманих результатів. Показано, що системність методології кріоелектронної мікроскопії прямо кореспондує зі системністю та багатопараметричним характером її аналітів у рамках системної біології. Наведено дані щодо використання кріоелектронної мікроскопії у мікроструктурній обробці та мікроманіпуляціях на клітинах (т. зв. micromachining), а також у розробці молекулярних машин. У цьому аналітичному обзорі наведено відомості на основі даних кріоелектронної мікроскопії останніх років. The aim of this paper is to give an introductory review of the cryo-electron microscopy as a complex data source for most of the system biology branches, including the most perspective non-local approaches known as localomics and dynamomics. A brief summary of various cryo-electron microscopy methods and corresponding system biological approaches is given in the text. The above classification can be considered as a useful framework for the primary comprehensions about cryo-electron microscopy aims and instrumental tools. We do not discuss any of these concepts in details, but merely point out that their methodological complexity follows only from the structure-functional complexity of biological systems which are investigated in this manner. We also postulate that one can employ some of the cryo-electron microscopic techniques not only for observation, but also for modification and structural refunctionalization of some biological and similar soft matter objects and microscopic samples. In other worlds, we start with the cryoelectron microscopy as a tool for the system biology and progress to its applying as an instrument for system biology and functional biomimetics. All these conclusions can be deduced from the most recent works of the latest years. 2014 Article Криоэлектронная микроскопия как инструмент системной биологии, структурного анализа и экспериментального воздействия на клетки. Комплексный аналитический обзор новейших работ / О.В. Градов, М.А. Градова // Проблемы криобиологии и криомедицины. — 2014. — Т. 24, № 3. — С. 193-211. — Бібліогр.: 133 назв. — рос., англ. 2307-6143 http://dspace.nbuv.gov.ua/handle/123456789/68835 57.086.3:537.533.33 ru Проблемы криобиологии и криомедицины Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України |
| institution |
Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine |
| collection |
DSpace DC |
| language |
Russian |
| topic |
Обзоры Обзоры |
| spellingShingle |
Обзоры Обзоры Градов, О.В. Градова, М.А. Криоэлектронная микроскопия как инструмент системной биологии, структурного анализа и экспериментального воздействия на клетки. Комплексный аналитический обзор новейших работ Проблемы криобиологии и криомедицины |
| description |
Целью настоящей работы является демонстрация нового взгляда на криоэлектронную микроскопию биологических структур как на простой многофакторный инструмент системной биологии, допускающий применение его для ультраструктурного позиционно-чувствительного и динамического анализа в молекулярной цитоморфологии и смежных дисциплинах. Рассматриваются различные методы криоэлектронной аналитики и соответствующие системно-биологические интерпретации, систематизация которых может быть полезна для начальной постановки прогрессивных задач при исследованиях данными методами и последующей обработки полученных результатов. Показано, что системность методологии криоэлектронной микроскопии напрямую корреспондирует с системностью и многопараметрическим характером её аналитов в рамках системной биологии. Приводятся данные по использованию криоэлектронной микроскопии в микроструктурной обработке и микроманипуляциях на клетках (т. н. micromachining), а также в разработке молекулярных машин. Приведенные в настоящем аналитическом обзоре сведения основаны на данных криоэлектронной микроскопии последних лет. |
| format |
Article |
| author |
Градов, О.В. Градова, М.А. |
| author_facet |
Градов, О.В. Градова, М.А. |
| author_sort |
Градов, О.В. |
| title |
Криоэлектронная микроскопия как инструмент системной биологии, структурного анализа и экспериментального воздействия на клетки. Комплексный аналитический обзор новейших работ |
| title_short |
Криоэлектронная микроскопия как инструмент системной биологии, структурного анализа и экспериментального воздействия на клетки. Комплексный аналитический обзор новейших работ |
| title_full |
Криоэлектронная микроскопия как инструмент системной биологии, структурного анализа и экспериментального воздействия на клетки. Комплексный аналитический обзор новейших работ |
| title_fullStr |
Криоэлектронная микроскопия как инструмент системной биологии, структурного анализа и экспериментального воздействия на клетки. Комплексный аналитический обзор новейших работ |
| title_full_unstemmed |
Криоэлектронная микроскопия как инструмент системной биологии, структурного анализа и экспериментального воздействия на клетки. Комплексный аналитический обзор новейших работ |
| title_sort |
криоэлектронная микроскопия как инструмент системной биологии, структурного анализа и экспериментального воздействия на клетки. комплексный аналитический обзор новейших работ |
| publisher |
Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України |
| publishDate |
2014 |
| topic_facet |
Обзоры |
| url |
http://dspace.nbuv.gov.ua/handle/123456789/68835 |
| citation_txt |
Криоэлектронная микроскопия как инструмент системной биологии, структурного анализа и экспериментального воздействия на клетки. Комплексный аналитический обзор новейших работ / О.В. Градов, М.А. Градова // Проблемы криобиологии и криомедицины. — 2014. — Т. 24, № 3. — С. 193-211. — Бібліогр.: 133 назв. — рос., англ. |
| series |
Проблемы криобиологии и криомедицины |
| work_keys_str_mv |
AT gradovov krioélektronnaâmikroskopiâkakinstrumentsistemnojbiologiistrukturnogoanalizaiéksperimentalʹnogovozdejstviânakletkikompleksnyjanalitičeskijobzornovejšihrabot AT gradovama krioélektronnaâmikroskopiâkakinstrumentsistemnojbiologiistrukturnogoanalizaiéksperimentalʹnogovozdejstviânakletkikompleksnyjanalitičeskijobzornovejšihrabot |
| first_indexed |
2025-07-05T18:36:20Z |
| last_indexed |
2025-07-05T18:36:20Z |
| _version_ |
1836833131450073088 |
| fulltext |
УДК 57.086.3:537.533.33
О.В. Градов1*, М.А. Градова2
Криоэлектронная микроскопия как инструмент
системной биологии, структурного анализа
и экспериментального воздействия на клетки.
Комплексный аналитический обзор новейших работ
UDC 57.086.3:537.533.33
O.V. Gradov1*, M.A. Gradova2
Cryo-electron Microscopy as a Functional Instrument for
Systems Biology, Structural Analysis and Experimental
Manipulations with Living Cells.
A Comprehensive Analytical Review of the Current Works
Реферат: Целью настоящей работы является демонстрация нового взгляда на криоэлектронную микроскопию биологи-
ческих структур как на простой многофакторный инструмент системной биологии, допускающий применение его для
ультраструктурного позиционно-чувствительного и динамического анализа в молекулярной цитоморфологии и смежных
дисциплинах. Рассматриваются различные методы криоэлектронной аналитики и соответствующие системно-
биологические интерпретации, систематизация которых может быть полезна для начальной постановки прогрессивных
задач при исследованиях данными методами и последующей обработки полученных результатов. Показано, что системность
методологии криоэлектронной микроскопии напрямую корреспондирует с системностью и многопараметрическим харак-
тером её аналитов в рамках системной биологии. Приводятся данные по использованию криоэлектронной микроскопии в
микроструктурной обработке и микроманипуляциях на клетках (т. н. micromachining), а также в разработке молекулярных
машин. Приведенные в настоящем аналитическом обзоре сведения основаны на данных криоэлектронной микроскопии
последних лет.
Ключевые слова: криоэлектронная микроскопия, криоэлектронная томография, системная биология, локаломика,
динамомика, структурный анализ, in silico, микромашининг.
Реферат: Метою даної роботи є демонстрація нового погляду на кріоелектронну мікроскопію біологічних структур як на
простий багатофакторний інструмент системної біології, який допускає застосування його для ультраструктурного позиційно-
чутливого, а також динамічного аналізу в молекулярній цитоморфології та суміжних дисциплінах. Розглядаються різні методи
кріоелектронної аналітики та відповідні системно-біологічні інтерпретації, систематизація яких може бути корисною для
початкової постановки прогресивних задач під час досліджень цими методами та наступної обробки отриманих результатів.
Показано, що системність методології кріоелектронної мікроскопії прямо кореспондує зі системністю та багатопараметричним
характером її аналітів у рамках системної біології. Наведено дані щодо використання кріоелектронної мікроскопії у мікро-
структурній обробці та мікроманіпуляціях на клітинах (т. зв. micromachining), а також у розробці молекулярних машин. У
цьому аналітичному обзорі наведено відомості на основі даних кріоелектронної мікроскопії останніх років.
Ключові слова: кріоелектронна мікроскопія, кріоелектронна томографія, системна біологія, локаломіка, динаміка,
структурний аналіз, in silico, мікромашинінг.
Abstract: The aim of this paper is to give an introductory review of the cryo-electron microscopy as a complex data source for
most of the system biology branches, including the most perspective non-local approaches known as localomics and dynamomics.
A brief summary of various cryo-electron microscopy methods and corresponding system biological approaches is given in the text.
The above classification can be considered as a useful framework for the primary comprehensions about cryo-electron microscopy
aims and instrumental tools. We do not discuss any of these concepts in details, but merely point out that their methodological
complexity follows only from the structure-functional complexity of biological systems which are investigated in this manner. We also
postulate that one can employ some of the cryo-electron microscopic techniques not only for observation, but also for modification
and structural refunctionalization of some biological and similar soft matter objects and microscopic samples. In other worlds, we start
with the cryoelectron microscopy as a tool for the system biology and progress to its applying as an instrument for system biology and
functional biomimetics. All these conclusions can be deduced from the most recent works of the latest years.
Key words: cryo-electron microscopy, cryo-electron tomography, system biology, localomics, dynamomics, micromachining,
structural analysis, in silico, molecular machines.
*Автор, которому необходимо направлять корреспонденцию:
Ленинский пр-т, д. 38, кв. 2, г. Москва, Российская
Федерация, 119334 В-334; тел.: (+7 915) 492-29-43,
электронная почта: o.v.gradov@gmail.com
*To whom correspondence should be addressed:
38/2 Leninsky prospect, Moscow, Russian Federation 119334 B-334
Tel.: +7 915 492 2943; e-mail: o.v.gradov@gmail.com
1Institute for Energy Problems of Chemical Physics of the Russian
Academy of Sciences, Moscow, Russian Federation
2N.N. Semenov Institute of Chemical Physics of the Russian Acad-
emy of Sciences, Moscow, Russian Federation
1Институт энергетических проблем химической физики РАН,
г. Москва, Российская Федерация
2Институт химической физики им. Н.Н. Семенова РАН, г. Москва,
Роосийская Федерация
Поступила 20.01.2014
Принята в печать 26.02.2014
Проблемы криобиологии и криомедицины. – 2014. – Т. 24, №3. – С. 193–211.
© 2014 Институт проблем криобиологии и криомедицины НАН Украины
Received January, 20, 2014
Accepted February, 26, 2014
Probl. Cryobiol. Cryomed. 2014. 24(3): 193–211.
© 2014 Institute for Problems of Cryobiology and Cryomedicine
обзорная статья review article
194 проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
Технологические возможности криоэлект-
ронной микроскопии
Возникшая более 30 лет назад [31] криоэлект-
ронная микроскопия сейчас является одним из наи-
более функциональных методов исследования жи-
вого вещества и его физиолого-биохимических
изменений на различных иерархических уровнях,
начиная от морфологии крупных клеток млекопи-
тающих [108] и заканчивая наноструктурами [69]
и структурой биомакромолекул, воспроизводимой
с разрешением, близким к атомарному [19], т. е.
фактически в полноатомном «исполнении» [72].
В новейших работах с использованием криоэлект-
ронной микроскопической техники было достигнуто
полезное разрешение до единиц ангстрем [12, 71,
130], а в трехмерном воспроизведении – порядка
единиц нанометров (2–5 нм) [29]. На данный мо-
мент структурными методами криоэлектронной
микроскопии исследовано множество супрамолеку-
лярных структур, комплексов: от достаточно хоро-
шо изученных фибриллярных структур коллагена
[92], интрафлагеллярных комплексов простейших
[91], тубулина микротрубочек [125] и ряда других
нитевидных и фибриллярных структур массой по-
рядка гигадальтон [101] до таких достаточно тон-
ких элементов биологической машинерии, как рибо-
сомальные комплексы (например, при транслока-
ции и котрансляционном фолдинге [62]), элементы
вторичной [95] и супервторичной структуры белков
[7], а также конформационные эффекты в молеку-
лярных механизмах их фолдинга [25] и механизмах
экспрессии в комплексах кодирующих семантид
[109] (в терминах Цукеркандла-Полинга [133]).
Кроме обычной криоэлектронной микроскопии, в
структурном анализе и, в частности, при опреде-
лении вторичной структуры белков используется
ее прецизионный трехмерный аналог – криоэлект-
ронная томография [9], имеющая, помимо молеку-
лярного уровня применимости, большой масштаб-
диапазон визуализируемых размеров структур,
включая полноклеточные отображения [88] и
анализ «наноразмерной» цитофизиологической
ультраструктуры (наноимэджинг) [63]. Кроме того,
существует смежный метод криотомографии –
рентгеновская томография с охлаждением под вы-
соким давлением [123], позволяющая добиваться
приблизительно такого же метрологического ка-
чества.
Алгоритмические средства криоэлектрон-
ной микроскопии
Необходимо отметить, что сверхвысокая точ-
ность измерений требует применения математи-
ческого аппарата и алгоритмической обработки
высокого уровня: даже так называемые «прямые»
Technical applications of cryoelectron micro-
scopy
Since its development in early 1980s [31] cryo-
electron microscopy has become one of the most
functional research methods providing the study of
physiological and biochemical changes in living matter
at various hierarchical levels from single mammalian
cell morphology [108] to nanostructures [69] and even
the structure of biomacromolecules with a near-atomic
resolution [19], i.e. at an all-atom configuration recon-
struction [72]. In recent papers the cryo-electron mic-
roscopic techniques were reported to achieve the
effective resolution up to several angstroms [12, 71,
130] and about 2–5 nm in a 3D representation [29].
To date the structural methods of cryo-electron mi-
croscopy have been involved in characterization of
a number of supramolecular structures and complexes:
from the well-studied fibrillar collagen structures [92],
intraflagillar transport complexes of protozoa [91],
tubulin in microtubules [125] and some other fibrillar
and filamentous structures with the relative molecular
weight of about gigadalton [101] up to such subtle ele-
ments of biological machinery as ribosomal complexes
(e.g. those involved in cotranslational folding and
translocation [62]), elements of secondary [95] and
supersecondary protein structure [7], as well as the
conformational effects in molecular mechanisms of
their folding [25] and the mechanisms of expression in
the complexes of encoding semantides [109] (in terms
of Zuckerkandl and Pauling [133]). In addition to the
conventional cryo-electron microscopy, modern struc-
tural analysis, particularly the determination of the
protein secondary structure, requires the use of its pre-
cision 3D analog, the cryo-electron tomography [9],
which enables structure visualization at a wide scale/
range of sizes, including the all-atom mapping [88] and
a nanoscale cytophysiological ultrastructure analysis
(so-called nanoimaging [63]). There is also an inherent-
ly close method of cryo-tomography, the X-ray tomo-
graphy with cooling under high pressure [123], which
demonstrates approximately the same metrological
characteristics.
Algorithmic tools for cryo-electron micro-
scopy
It is noteworthy that the ultra-high measurement
accuracy requires the use of advanced mathematical
apparatus and algorithmic processing: even the so-cal-
led direct methods of improving the image quality in
cryo-electron microscopy are implemented only through
the optimization of the number of summed and
corresponding files with the unary cryo-electron micro-
graphs [46, 65]. This procedure involves a significant
amount of computer time and robust high-performance
mathematical processing systems. The modern trend
проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
195
методы улучшения качества в криоэлектронной
микроскопии реализуются исключительно путем
оптимизации количества суммируемых и сопос-
тавляемых друг с другом файлов с записью унарных
криоэлектронных микрофотографий [65, 46]. Это
требует существенных затрат машинного времени
и робастных высокопроизводительных систем
математической обработки: аппаратный аспект
такой обработки смещен в сторону CUDA-техно-
логий с применением видеокарт или графических
процессоров, обеспечивающих повышение произ-
водительности вычислений [52], в то время как для
программного анализа данных криоэлектронной
микроскопии, помимо стандартных принципов
машинного обучения при распознавании образов
[85, 105], приходится использовать нижеследую-
щие подходы: 1) гибкие варианты подгонки пара-
метров, например фитирование (от англ. fitting),
достигаемые путем переобучения в ходе поиска
экстремумов [3]; 2) вероятностные байесовские
подходы в криоэлектронном структурном анализе
[97]; 3) алгоритмы субтомографического анализа
и усреднения в криоэлектронной томографии [15,
54]; 4) айген-анализ с поиском айген-векторов
(собственных векторов, преобразования которых
дают коллинеарные векторы, т. е. векторы, умно-
женные на скалярное значение собственных чисел,
называемые айген-значением) для классификаций
криоэлектронных изображений по угловым харак-
теристикам [106]; 5) вейвлетные методы c исполь-
зованием многомерных функций и структур Теп-
лица [115] и т.д.
Кроме указанных, широко используются
обычные методы структурно-химического профи-
лирования («ультрамалоугловая криоэлектронная
микротомия») [45] и другие им подобные методы,
лежащие в основе подходов CEDX – количествен-
ной криоаналитической сканирующей электронной
микроскопии [78]. Иначе говоря, методы современ-
ной криоэлектронной микроскопии – это в большей
степени автоматизированная интерпретация и
обработка данных, чем, собственно, их получение.
Этот факт можно пояснить иллюстративно,
пользуясь данными M. Stowell из Cоlоrаdо Univеr-
sitу. Из рис. 1 видно, что даже эквивалентные по
биолого-морфометрическим характеристикам
структуры могут иметь высокую дисперсию гео-
метрических характеристик, а в случае различных
итераций математико-статистической расшифров-
ки данных исследователь ожидаемо получает раз-
личные морфологии (и даже топологии – по числу
связности!) реконструируемого объекта. Динамика
увеличения точности измерений и морфологичес-
кой детализации в реконструкции структур с 1990
in the hardware for such a processing places a special
emphasis on the CUDA technologies using video cards/
graphics processing units (GPUs) providing the impro-
vement of calculations [52], while for the purposes of
data processing in cryo-electron microscopy in addition
to the standard principles of machine learning in the
pattern recognition [85, 105] the following approaches
are useful to be applied: 1) flexible variants of the para-
meter fitting achieved by retraining during the search
for extremes [3]; 2) Bayesian probabilistic approaches
in cryo-electron structural analysis [97]; 3) algorithms
of subtomogram analysis and averaging in cryo-
electron tomography [15, 54]; 4) eigen analysis with
the search for eigenvectors in order to enable classifi-
cation of the cryoelectron images upon their angular
characteristics [106]; 5) wavelet methods using multi-
variate functions and the Toeplitz structures [115], etc.
Except the above mentioned methods there is also
a number of widely used conventional methods of
structural and chemical profiling (e.g. ‘cryo-ultra-low-
angle microtomy’) [45] and other similar methods,
underlying the CEDX (quantitative cryo-analytical
scanning electron microscopy) approaches [78]. In
other words, modern cryo-electron microscopic tech-
niques are mostly automated data processing and inter-
pretation methods, rather than data acquisition tools.
The above statement can be illustrated using the
data provided by M. Stowell from the Colorado Univer-
sity. Fig. 1 shows that even the similar structures with
the equivalent morphometric parameters can demon-
strate a high dispersion of geometrical characteristics,
and in the case of different iterations of the mathe-
matical and statistical data processing one can expect
to obtain different morphologies and even different
topologies (according to the number of connections)
of the object under 3D reconstruction. The dynamics
of an increase in accuracy of the measurements and
morphological reconstructions from 1990 to 2000 was
demonstrated by J. Frank in 2006 (Fig. 2), which might
be attributed to the improvement of the mathematical
data processing methods. Thus, it is clear that the am-
biguity of the structures’ morphology after reconstruc-
tion in cryo-electron microscopy and tomography is
characterized not only by quantitative (morphometric),
but also by qualitative (geometric and topological)
transformations.
Moreover, an ambiguous data interpretation in
cryo-electron microscopic structure analysis necessita-
tes the use of various mathematical models which
determine the morphostructural representation of the
result obtained, i.e. the above models may be one-to-
one corresponded to the methods of data processing.
Thus, there are several reports on cryo-electron mic-
roscopy using molecular dynamics simulations corres-
196 проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
по 2000 гг. продемонстрирована J. Frank в 2006 г.
(рис. 2), что также можно связать с улучшением
математической обработки данных. Таким обра-
зом, на практике очевидно, что неоднозначность
морфологии реконструируемых структур в крио-
электронной микроскопии и томографии харак-
теризуется не только количественными, но и
качественными переходами (т. е. не только мор-
фометрическими, но и геометрическими или то-
пологическими).
Более того, вследствие получения неодноз-
начно интерпретируемых данных структурный
анализ при криоэлектронной микроскопии требует
использования различных математических моде-
лей, от выбора которых зависит морфоструктурная
репрезентация получаемого результата, т. е. фор-
мируемые модели могут быть однозначно соотне-
сены с методами обработки данных. Так, сущест-
вуют работы по криоэлектронной микроскопии с
моделированием методами молекулярной динами-
ки, сопоставимыми с гибкими методами фитиро-
вания [23]; псевдоатомные модели, сопоставимые
разным способам расшифровки полноатомного
структурного анализа при работе на ангстремном
разрешении [84]; вероятностные трехмерные мо-
дели одиночных частиц, сопоставимые вероят-
ностным (отчасти, байессовским) методам обра-
ботки данных [35] и т. д. Моделирование должно
учитывать или выводить ab initio как характерис-
тики образца (например, его сольватной оболочки
или гидратного слоя [100]), так и симуляцию шумов
и коррекцию метрологического дрейфа показаний
[102] при описании процесса фиксации изображений
[116]. По мере вхождения модельной интерпре-
тации в тренд расшифровки результатов криоэлект-
Рис. 1. Различие морфологических и топологических
характеристик реконструкций структур в зависимости
от параметров цифровой обработки и дисперсии в
морфометрии выборки объектов. Одна и та же струк-
тура в первой (A) и третьей (B) итерациях цифровой
реконструкции; С – четыре различные версии реконст-
руируемой в 3D структуры, полученные при обработке
данных криоэлектронной микроскопии, зависят не
только от выборки исходных данных, но и от процедур
цифровой обработки (M. Stowell, МСDВ В231). Изобра-
жения приводятся с разрешения автора.
Fig. 1. The difference in morphological and topological
characteristics of the structures under reconstruction
depending on the digital processing parameters and the
dispersion of the sample morphometry. The same structure
at the first (A) and third (B) iterations of digital reconst-
ruction; C – four different variants of 3D reconstruction in
cryo-electron microscopic data processing, which depend
both on the dataset size and the digital processing
procedures (M. Stowell, МСDВ В231). The figures are
published by the courtesy of the author.
A B
C
Рис. 2. Точность детализации формы реконструируе-
мых методами криоэлектронной томографии структур
в зависимости от года сбора и обработки данных, а
также соответствующего уровня разрешения и дискрет-
ности цифровых вычислений. Фигуры приводятся с
любезного разрешения проф. Joachim Frank (CryoEM:
L. Biophys. Chem., 2006).
Fig. 2. Accuracy of the structure detalization during 3D
reconstruction in cryo-electron tomography depending on
year of data collection and processing, as well as on the
corresponding resolution level and the discreteness of
the digital calculations. The figures are published by the
permission of Prof. Frank (CryoEM: L. Biophys. Chem.,
2006).
ponding to flexible fitting methods [23]; pseudoatomic
models corresponding to various approaches to the
interpretation of full-atom structural analysis data on
the angstrom resolution [84]; probabilistic 3D models
of single particles, corresponding to the probabilistic
(partly Bayesian) methods of data processing [35], etc.
проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
197
ронной микроскопии [76] растет сопряжение ме-
жду моделированием, докингом (в рус. биохим.
жарг. «стыковка», т. е. подбор наиболее выгодной
для сборки устойчивого комплекса ориентации
молекул) и фитирование полноатомных биомолеку-
лярных структур в трехмерном картировании [4]
(рис. 3), включающее в себя подходы и алгоритмы
так называемого циклического или, иначе говоря,
итерационного рефайнмента (рис. 4, 5) [127].
Криоэлектронная микроскопия как инстру-
мент системной биологии
Можно заключить, что метод криоэлектронной
микроскопии, равно как и криоэлектронной томо-
графии, совмещают принципы системно-биологи-
ческого компьютерного и структурно-биологичес-
кого анализов in silico, ex vivo [81] и in situ [75].
Действительно, из множества структурно-биоло-
гических «-омик», т. е. дисциплин, системно изу-
чающих отдельные классы органических химичес-
ких веществ в соответствии с их биологической
ролью, криоэлектронная микроскопия и электрон-
ная криотомография способны работать практи-
чески со всеми классами, причем в наиболее ин-
формативном и полностью отражающем изучае-
мую структуру варианте – в динамическом и
объемном, что в корреляционной микроскопии
часто называют localomics microscopy и dynamo-
mics (по классификации Дж. Паркинсона). Речь
идет не только об изучении разных фаз развития
или жизненных циклов отдельных объектов [80],
но и о картировании ряда характеристик динамики
молекул в ансамбле, визуализируемых с использо-
ванием метода максимального правдоподобия
[120], корреляционной микроскопии для 3D – струк-
турного анализа динамики взаимодействий в клет-
ке c применением криоэлектронной томографии
[59] и так называемой четырехмерной криоэлект-
ронной микроскопии белков [37]. Кроме того, если
говорить об иммуномике [16, 112], то, учитывая
традиционную применимость синхронной цейт-
раферной кинематографической техники в иммуно-
электронной микроскопии [8], рационально признать
допустимость динамических криоэлектронных
измерений в криоиммуноэлектронной микроскопии
[89], что одновременно позволит избавиться от
артефактов «смазывания» изображения, используя
предшествующие кадры развертки как опорные
(«референсные») для восстановления формы
объекта [18].
Имеет смысл привести еще несколько иллюст-
раций применимости криоэлектронной микроскопии
как многофакторного инструмента системной
биологии. Прежде всего речь идет об исследова-
The simulation process should consider or derive ab
initio the sample characteristics (namely, its solvation
shell or a hydration layer [100]), as well as the noise
simulation and the correction of the metrological
readings drift [102] considering the process of image
capturing [116]. With the increasing role of the model
interpretation in cryo-EM data processing [76] there
is a significant increase in the level of conjugation
between modeling, docking (selection of the most
favorable molecular orientation for the stable complex
formation) and fitting of the full-atomic biomolecular
structures in 3D mapping [4] (see Fig. 3), including
the approaches and algorithms of the so-called cyclic
or iterative refinement (see Fig. 4, 5) [127].
Рис. 3. Общая структура технологии криоэлектронно-
микроскопического 3D-анализа.
Fig. 3. Schematic structure of the 3D cryo-electron micro-
scopic analysis technique.
198 проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
ниях в области мембраномики и виромики. Ультра-
структурные исследования мембраномов [103] c
использованием криоэлектронной микроскопии [70]
(несмотря на липидный/фосфолипидный состав
анализируемых мембран [26], изучаемых в рамках
классической липидологии) не могут быть напря-
мую отнесены к компетенции липидомики и фосфо-
липидомики [68, 124], равно как и к липопротеомике
[53] (несмотря на возможность криоэлектронно-
микроскопического анализа липопротеидных
структур [128] и мембранных белков [33]), посколь-
ку рассматривают больше ультраструктурный
морфофизиологический уровень организации, чем
непосредственный химизм образца. Помимо ука-
занного приложения к объектам, входящим в ком-
петенцию мембраномики, криоэлектронная микро-
скопия и томография включают исследования
мембранных цитоплазматических органелл [28, 50],
в том числе эндосом и аутофагосом, участвующих
в рециркуляции мембранного материала и его
рециклизации как морфофункционального целого
[32]. С точки зрения компьютерной липидомики
[38], учитывающей динамические изменения в
липидном составе мембраны в процессе проведе-
ния сигнала, принципиально значимой проблема-
тикой, успешно решаемой лишь криоэлектронными
методами, является определение полезной нагруз-
ки нановезикулярных переносимых образований и
клатриновых пузырьков в функциональной актив-
ности мозга [51]. Исследования в области систем-
но-биологической и прикладной виромики [77]
также не могут быть сведены к обычной вирусной
геномике [60] в силу фокусирования на структур-
ном аспекте интерпретации данных криоэлектрон-
ной микроскопии и конвенционных методов [22].
Так, делается акцент на строении вирусных комп-
лексов с экзогенными факторами, такими как мем-
бранный белок DAF [127], конформационных изме-
нениях полиовирусных антигенов [74], структур-
ном анализе капсид [131], субвирусных частиц в
мембранах [44] и полноценных вирусных частиц
[2], а также исследованиях их структурно-биохи-
мической аффинности с использованием специфи-
чески-селективных решеток [61]. В то же время
в ходе таких исследований генетический аспект
вирусного строения не рассматривается, из чего
следует их несводимость к структурной геномике.
Иначе говоря, существуют особые области приме-
нимости криоэлектронной микроскопии в систем-
ной биологии, для которых не может быть найдено
более специфически пригодного инструмента ана-
литики, чем мультипараметрическая расшифровка
данных криоэлектронной микроскопии на ЭВМ.
Исходя из этого системность множеств отраслей,
Cryo-electron microscopy as a tool for systems
biology
Cryo-electron microscopy, as well as cryo-electron
tomography combine the principles of the computer
systems-biological and structural-biological analyses in
silico, ex vivo [81] and in situ [75]. Actually, among
the numerous structural-biological ‘-omics’, i. e. dis-
ciplines systematically studying individual classes of
organic compounds in accordance with their biological
role, cryo-electron microscopy and cryo-electron tomo-
graphy can provide comprehensive 3D dynamical
structural information about almost all of them, that in
correlation microscopy is often called ‘localomics mic-
roscopy’ and ‘dynamomics’ (according to the classi-
fication of J. Parkinson). These methods allow to study
not only the different development phases or life cycles
of individual biological objects [80], but also to perform
Рис. 4. Структура процесса реконструкции с петлей
обратной связи (т.н. рефайнмент, от англ. refinement).
Fig. 4. Scheme of the reconstruction process with the
feedback loop (so-called ‘refinement’).
Рис. 5. Верификация структуры в процессе цикличес-
кого (итеративного) рефайнмента.
Fig. 5. Structure verification during the cyclic (iterative)
refinement process.
проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
199
в рамках которых ставится задача, взаимно обус-
лавливает существование системности изучаемых
параметров.
Многофакторная взаимная верификация
как другая сторона системности
Для подтверждения системности описываемого
подхода нужно продемонстрировать совмести-
мость криоэлектронной микроскопии со смежными
методами структурного анализа с целью «кросс-
валидации» их результатов при сопоставлении с
данными криоэлектронного метода и наоборот
[36]. В качестве примеров такого сопоставления,
проводимого в рамках единой работы, можно пред-
ставить корреляции результатов криоэлектронной
и оптической микроскопии [14,129], гибридизацию
криоэлектронной микроскопии с флуоресцентными
методиками [57,96], а также Рамановской микро-
спектроскопией на установках лазерного захвата
(лазерных пинцетах) [110]. Можно также указать
на сопоставимость данных криоэлектронной мик-
роскопии как тонкого структурного метода с дан-
ными альтернативных видов структурного анализа
(таких как малоугловое рассеяние нейтронов [11])
и спектрохимическими методами, имеющими
значение для определения молекулярной / надмоле-
кулярной структуры.
Криоэлектронная микроскопия как инст-
румент структурной микрообработки
Работа с микроскопируемым биологическим
образцом на уровне самого электронного разреше-
ния обеспечивает возможность обработки его
электронным или ионным пучком in situ, как это
было сделано в недавно опубликованной работе,
описывающей воздействие сфокусированного
ионного микропучка (focused ion beam microma-
chining) на эукариотические клетки (Dictyostelium
discoideum) при криоэлектронной томографии [93].
Основным трендом данного подхода является
схема эксперимента, при которой совместно произ-
водится имэджинг (формирование изображения)
и micromachining (воздействие пучком) [94], а пер-
спективы такого сопряжения дают возможность
создавать молекулярные машины (как миметики
молекулярной машинерии клетки [34]) и произ-
водить исследовательские манипуляции с ними с
использованием криоэлектронной микроскопии [27,
39]. Эти контролируемые микроманипуляции ста-
новятся возможными благодаря тому, что учет ини-
циированной пучками частиц микромасштабной
подвижности структур на разрешении, близком к
атомному, уже достигнут в криоэлектронной
микроскопии [73], то есть имеется возможность
внедрения обратной связи между системами ре-
direct mapping of several characteristics of the mole-
cule dynamics in molecular assemblies, visualized using
the maximum-likelihood method [120], correlation mic-
roscopy for 3D structural analysis of the intracellular
dynamic interactions using cryo-electron tomography
[59] and a so-called ‘4D cryo-electron microscopy of
proteins’ [37]. Furthermore, in immunomics [16, 112],
considering the traditional use of a synchronous time-
lapse cinematographic equipment in immuno-electron
microscopy [8], it is reasonable to introduce dynamic
cryo-electron measurements into cryo-immuno-elect-
ron microscopy [89], which at the same time will allow
to avoid the image ‘blurring’ artifacts by using the
previous frames as the references for the reconstruc-
tion of the object shape and structure [18].
It would be also useful to consider some more
examples illustrating the applicability of cryo-electron
microscopy as a multivariative instrument in systems
biology. First of all, it concerns the investigations in
membranomics and viromics. Ultrastructural studies
of membranomes [103] using cryo-electron microsco-
py [70] (despite the lipid/phospholipid composition of
the membranes [26], studied in the framework of
classical lipidology) can not be directly attributed to
the area of lipidomics or phospholipidomics [68,124],
as well as lipoproteomics [53] (although it is possible
to perform cryo-electron microscopic analysis of the
lipoprotein structures [128] and membrane proteins
[33]), since they predominantly consider the ultrastruc-
tural morphophysiological level of organization rather
than the chemical composition of the sample. In addi-
tion to the applicability in membranomics, cryo-electon
microscopy and tomography allow the study of memb-
ranous cytoplasmic organelles [28, 50], including endo-
somes and autophagosomes involved in the recycling
of the membrane material and its recyclization as a
whole [32]. From the standpoint of computer lipidomics
[38], concerning the dynamic changes in the membrane
lipid content under signal transduction, of great signi-
ficance is the problem of determination of the payload
in the transport nanovesicles and clathrin-coated
vesicles in the brain functional activity, successfully
performed by cryo-electron tomography [51]. Current
research in the field of system-biological and applied
viromics [77] also can not be reduced to a common
viral genomics [60] due to the main focus on the struc-
tural aspects of data interpretation in cryo-electron
microscopy, tomography and similar conventional
methods [22]. Emphasis is placed on the structure of
the viral complexes with exogenous factors, such as
the membrane protein DAF [127], conformational shift
in a poliovirus antigen [74], capsid structural analysis
[131], subvirus particles in membranes [44] and the
entire virus particles [2], as well as on the studies of
structural and biochemical affinity using specific
200 проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
гистрации и регулирования воздействий микро-
пучком. Существенных ограничений по составу ни
у криоэлектронной микроскопии, ни у методов,
формируемых на ее основе, не имеется. Исследо-
ванию могут быть подвержены как органические
биологические структуры, так и объекты биомине-
рализации и биомиметики – магнетосомы [1],
цвиттерионные системы абиогенного и небиологи-
ческого происхождения, такие как бинарные
cурфактанты [86] и т. д., в связи с чем ограничений
по составу структур, формируемых под криоген-
ным электронно-микроскопическим воздействием
также, очевидно, не существует.
Картирование распределений и визуализа-
ция дескрипторов в феномах
Следствием системно-биологического подхода
в криоэлектронной микроскопии и отсутствия
деления на соответствующие по химизму классы
продуктов микрообработки и микроструктури-
рования (micromachininig), выполняемого с ее ис-
пользованием, должна быть возможность картиро-
вания и получения качественных распределений
разнообразных аналитов как относящихся к ком-
петенции тех или иных отраслей системной биоло-
гии или «-омик» [5], так и неспецифических. На
данный момент в качестве визуализирующих аген-
тов для криоэлектронной микроскопии применяют-
ся множественные синтетические агенты биохи-
мического и небиологического плана [13, 87], но
даже в типично биологических и биомиметических
исследованиях цель совмещенного структурно-
химического анализа ведет к задаче неразрушаю-
щего контроля – визуализации ультраструктуры без
модифицирующих ее химизм специфических
меток-маркеров [43].
Картирование (mapping) может быть осущест-
влено в отсутствие внешних контрастирующих и
визуализирующих агентов – по экстинкционной
(электронная или оптическая плотность) характе-
ристике с применением резольвометрии и выдачей
количественных данных в численной форме [64] с
использованием валидации на модельных выклад-
ках [30]. При этом так как одиночные значения
без учета контекстной цифровой информации не
являются достаточными с метрологических
позиций [20], целью соотносительного картирова-
ния (с принятием некоторых точек за опорные по
плотности) может являться анализ локальных ва-
риаций электронной плотности образца (и, как след-
ствие, оптической плотности изображения) и гра-
диентов распределения, сбор данных о которых
для ряда задач (в частности – анализа структуры
белка по криокартам с использованием гибких
методов подгонки [90]) может быть автомати-
selective affinity grids [61]. The above studies do not
concern the genetic aspects of the viral structure,
hence they can not be reduced to the structural geno-
mics. In other words, there are specific areas of appli-
cation for cryo-electron microscopy in systems biology,
which fail to find a more suitable analytical tool than
cryo-electron microscopy with further multiparametric
(multivariative) data interpretation on a computer.
Therefore, the complexity of many areas concerning
the problem under investigation determines the comp-
lexity of the parameters studied.
Multiparametric cross-verification as a con-
sequence of the complexity
To confirm the systems nature of the approach
proposed it is necessary to demonstrate the compati-
bility of cryo-electron microscopy with the other me-
thods of structural analysis in order to provide a
comparative cross-validation of the results obtained
[36]. Let us consider such an approach with reference
to the comparative studies using cryo-electron and op-
tical microscopy [14, 129], hybridization of cryo-
electron microscopy with fluorescent techniques [57,
96] and Raman microspectroscopy with laser tweezers
[110]. It is also noteworthy that cryo-electron micro-
scopic data should be comparable with the results of
other fine methods of structural analysis, such as small-
angle neutron scattering [11] and spectrochemical
methods important in the determination of molecular/
supramolecular structure.
Cryo-electron microscopy as a tool for structu-
ral micromachining
Structural analysis of a biological sample at the
electron microscope resolution provides its electron or
ion beam micromachining in situ, as reported in a recent
paper describing the focused ion beam micromachining
of the eukaryotic cells (Dictyostelium discoideum)
under cryo-electron tomography [93]. The major trend
of this approach is experimental scheme which allows
a simultaneous imaging and micromachining [94], and
the prospects of such a hybridization make it possible
to design molecular machines (mimetics for molecular
cell machinery [34]) and perform various research ma-
nipulations with them using cryo-electron microscopy
[27, 39]. Such controlled micro-manipulations become
possible due to the fact that the registration of the
particle beam-induced microscale structure mobility at
a near-atomic resolution has already been achieved in
cryo-electron microscopy [73], providing a feedback
between the registration systems and the controller of
the microbeam impact. Neither cryo-electron micro-
scopy itself, nor the similar methods based on it pos-
ses significant restrictions on the chemical composition
of the samples. Both organic biological structures and
проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
201
зирован и частично делегирован вычислительным
машинам, подключенным к сетевым серверам, на
которых располагаются базы данных с библио-
теками для идентификации.
Существует ли альтернатива целевому
картированию и контрасту?
Также как и в случае конфокальной микро-
скопии, в которой при отсутствии метки с флуо-
ресцентными свойствами для некоторого локали-
зованного в клетке аналита можно использовать
нефлуоресцентный тип регистрации, основанный на
собственных свойствах объекта и пучка (напри-
мер, дифференциальный интерференционный
контраст), в криоэлектронной микроскопии сущест-
вуют методы достижения визуализации объектов,
неоптимальных для криоэлектронного наблюдения.
Это, прежде всего, фазовый контраст по Цернике,
используемый как в криоэлектронной микроскопии,
так и в криоэлектронной томографии [41, 118], либо
аналогичный результат, который можно получить
на замороженных водосодержащих биологических
структурах с использованием фазовой пластинки
Берша [10, 117]. Следует отметить, что схожим
образом фазовый контраст Цернике достигается
в рентгеновском криомикроскопе [121], визуализа-
ция микрообъектов и в том, и в другом случае при-
водит к математически-подобным результатам и
может быть обработана с помощью компьютер-
ных алгоритмов, аналогичных тем, что исполь-
зуются для результатов регистрации конфокальных
«томографических» изображений различных
масштабов в видимом, ультрафиолетовом, ближ-
нем инфракрасном диапазонах [66, 67]. В таком
случае при обработке необходимо не только избав-
ляться от стандартных для криоэлектронной мик-
роскопии и томографии артефактов цифровой
регистрации [107], но и устранять мешающий конт-
расту ореол-размытие («блюринг») [83]. Для улуч-
шения качества изображения также используют
алгоритмы оценки дефокусирования и астигматиз-
ма через функцию передачи модуляции – частот-
но-контрастную характеристику [114] (contrast
transfer function (CTF), т. е. функция передачи кон-
траста, оптическая передаточная функция), осно-
вываясь на анализе спектров мощности при помо-
щи квадратурного фильтра, что напрямую связано
с природой фазового контраста [132].
От системной к синтетической биологии
через манипуляции в криосреде
Различного рода понижения четкости снижают
аналитическое качество объемных изображений,
получаемых в ходе криоэлектронной микроскопии,
и, в конечном итоге, их эвристическую ценность и
biomineralized or biomimetic objects, the magnetoso-
mes [1], and even non-biological zwitterionic systems
such as binary surfactants [86] can be successfully
studied by cryo-electron microscopy. Therefore, there
are also no restrictions on the composition of the struc-
tures formed under cryogenic electron microscopic
micromachining.
The analyte distribution mapping and the
descriptor imaging in phenomes
A system-biological approach in cryo-electron
microscopy together with the absence of the cryo-EM-
micromachining and microstructuring product classi-
fication according to their chemical composition are
expected to provide mapping and qualitative distribution
of various analytes, both specific within the particular
area of systems biology or ‘-omics’ [5] and nonspecific.
To date, numerous synthetic compounds of either bio-
chemical or non-biological nature are used as imag-
ing agents in cryo-electron microscopy [13, 87], but
even in pure biological and biomimetic research the
main aim of the combined structural and chemical
analysis is to perform non-destructive testing, i.e. ultra-
structure visualization without any chemical modifiers
and specific markers [43].
Meanwhile, the mapping procedure can be easily
performed without any external imaging agents: ac-
cording to the sample extinction parameters (electron
or optical density) controlled by resolvometry with the
quantitative data output in numerical form [64] using
model validation [30]. Since the single values without
considering the context digital information are insuf-
ficient from the metrological standpoint [20], the com-
parative mapping (which assumes several points as
references in density) may be aimed at the analysis of
the local sample electron density variations (and, hence,
the image optical density) and distribution gradients.
The corresponding data acquisition for some purposes
(in particular, the protein structure analysis with cryo-
EM maps using flexible fitting methods [90]) can be
easily automated and partially delegated to the PC con-
nected to the network servers with databases and
libraries for the structure analysis and identification.
Are there any alternatives to the target map-
ping and contrast?
By analogy with the confocal microscopy which
allows using a non-fluorescent imaging for intracellular
components in the absence of fluorescent labels, based
on the intrinsic properties of the sample and the light
beam (e.g., differential interference contrast), in cryo-
electron microscopy there is a number of methods
which allow the imaging of samples inappropriate for
cryo-EM studies. One of them is Zernike phase
contrast method which is used both in cryo-electron
202 проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
точность позиционирования FIB (сфокусированного
ионного пучка при модификации биообъектов под
криоэлектронной фиксацией), в частности в мето-
дологии cryo-FIB (с криоэлектронной микроскопией
на регистрирующей части экспериментальной
установки) [119] и ее квинтэссенции – cryo-FIB-
SEM [98]. Разработка качественных систем с син-
хронизацией регистрирования и модифицирования
объектов хорошо совмещается с современным
трендом на сопряжение системной биологии как
аналитического подхода с обратным конструкцион-
ным подходом – синтетической биологией или же
конструированием неких произвольных искусст-
венных биоструктур. Так, анализ естественных
структур (жгутиков или цилиарных структур про-
тистов [17]) и полусинтетических (биохимических
по составу, но созданных в условиях, далеких от
нативных) объектов, таких как трехмерные крис-
таллы белков, выращенные в целях кристаллогра-
фического исследования [82], формирует базис для
криоэлектронного объемно-морфологического ана-
лиза искусственных ДНК-оригами [6] и еще более
функционально сложных искусственных модель-
ных структур (например, искусственного синапса
[43]). Несмотря на то, что в ряде подобных случаев
в силу планарного 2D-характера объекта можно
обойтись меньшей размерностью анализа (крио-
электронной микроскопией, а не криоэлектронной
томографией) [58,126], как правило, повышение
размерности на единицу увеличивает массив
данных, а значит – информативность анализа
качественно, на порядок, давая новые возможности
для количественного анализа [113].
Перспективы методического упрощения
и повсеместного внедрения метода
Вследствие перечисленных выше обстоя-
тельств распространенность криоэлектронной
микроскопии в ЕС, США, Японии и Китае, а также
количество выполняемых с ее использованием
исследований, непрерывно растет, многие техноло-
гические элементы соответствующих установок,
как и основанные на их использовании методы
конца прошлого века, вспоминаются только в
ретроспективном контексте [111]. Речь в настоя-
щее время идет о создании системной инфраструк-
туры для пользователей высокоразрешающей
криоэлектронной микроскопии [104], разработке и
внедрении новых технологических инструментов,
таких, например, как техника самообеспечиваемой
по давлению криофиксации SPRF (self-pressurized
rapid freezing) [49]; портативные плунжеры, при-
годные для криоэлектронной микроскопии, с воз-
можностью работы с образцами, фиксированными
microscopy and cryo-electron tomography [41, 118].
A similar result can be obtained using the frozen-
hydrated biological samples with a Boersch phase plate
[10, 117]. It should be noted that Zernike phase contrast
is achieved in a similar way in X-ray cryomicroscopy
[121], so the microparticle visualization in both cases
leads to mathematically similar results and can be
subjected to computer processing using the algorithms
similar to those applied for the confocal ‘tomographic’
images of various scales in visible, ultraviolet and near-
infrared spectral ranges [66, 67]. In this case during
the image processing one needs not only to eliminate
the digital registration artifacts obvious in cryo-electron
microscopy and tomography [107], but also to avoid
the beam-induced blurring reducing the image contrast
[83]. The image quality can be also improved by using
the algorithms of astigmatism and defocus estimation
through the modulation transfer function – contrast
transfer function (CTF) [114], based on the power
spectra analysis with a quadrature filter, which is
directly related to the nature of the phase contrast [132].
From systems to synthetic biology through
cryo-electron micromachining
Various factors reducing the image clarity obviously
reduce the analytical quality of the 3D cryo-EM images
and the focused ion beam (FIB) positioning accuracy
during the biological object modification under cryo-
electron fixation, particularly in ‘cryo-FIB’ technique
with cryo-EM registration [119] and its quintessence –
‘cryo-FIB-SEM’ [98]. The development of complex
systems with a synchronized sample analysis and
modification is expected within the modern tendency
to the combination of the systems biology as an
analytical approach with the reverse constructive ap-
proach - synthetic biology or the design of some arbitrary
artificial biological/biomimetic structures. Thus, the
analysis of natural biological structures (e.g. flagella
and ciliary structures of the protozoa [17]) and semi-
synthetic objects (those synthesized artificially from
the biochemical components), such as 3D protein
crystals for crystallographic studies [82], lays the
foundation for cryo-electron 3D-morphological analysis
of synthetic DNA-origami [6] and even more complex
hybrid artificial structures, such as an artificial synaps
[43]. Despite the fact that in some cases due to the
planar 2D structure of the sample less dimensional
analysis may be sufficient enough to obtain the mor-
phological data (cryo-electron microscopy instead of
cryo-tomography) [58, 126], the increase in the analy-
sis dimension generally leads to the enlargement of
the data amount, and hence, improves its heuristic
value, providing new opportunities for the quantitative
analysis [113].
проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
203
в естественной среде [24], и ряд аппаратуры лабо-
раторного сопряжения известного оборудования с
криоэлектронными микроскопическими и томогра-
фическими системами. В последнем направлении
прорывом стала разработка метода коррелятивной
рентгеновской криогенной томографии в сочетании
с оптической криомикроскопией и криоэлектронной
микроскопией [21], используемого в лабораторных
исследованиях в различных целях. Вследствие рос-
та инфраструктуры и технико-методической до-
ступности криоэлектронной технологии возникает
потребность в популяризации всего комплекса по-
добных методов для биологов, медиков и других
специалистов, непосредственно не связанных с
криогенной или криоэлектронной микроскопией. В
рамках удовлетворения данной потребности вы-
пускаются статьи («праймеры») [79], конкретные
рекомендации по организации рабочих потоков в
случае сопряжения методов клеточного или тка-
невого анализа и модифицирования [55], отдельные
молекулярно-биологические протоколы для анали-
за специфичных для разных «-омик» типов соедине-
ний посредством криоэлектронной микроскопии
[42], методики подготовки решеток для фиксации
препаратов в поле микроскопии [48], основанные
на носящих комбинаторно-технологический харак-
тер апробациях различного типа составов и пробо-
подготовок. Реализуются задачи биологически
неразрушающего анализа, безопасного как для са-
мого предмета интереса, так и для его окружения,
доступным и рациональным инструментом для
осуществления которых являются малодозовые
техники [40].
Выводы
Криоэлектронная микроскопия становится из
экзотического вполне обычным методом биологи-
ческих исследований (и, во многих случаях,
биоинженерного ультраструктурного контроля),
специализируемым под конкретные параметры
исследовательской задачи. Достигаемое на совре-
менном этапе улучшение качества изображения,
пространственного разрешения и чувствительнос-
ти имеет утилитарный характер [99] и не затраги-
вает физико-технических и инженерно-физических
основ метода. Дополнение криоэлектронной микро-
скопии новыми осями, источниками и системами
сбора данных [47] аналогично такому же процессу
в микроскопии оптической, в которой возникают
двух-, трех-, четырехобъективные многоосные
системы, для которых увеличение размерности
становится не инновацией, а нормой прогресса в
сформировавшемся тренде количественного
The prospects of further development, simp-
lification and implementation of the method
As a result of the above advantages the prevalence
of cryo-electron microscopy in Europe, the USA,
Japan and China, as well as the number of studies
performed using cryo-EM has been continuously
increasing recently, and most of the corresponding
methods and setups developed at the end of the last
century are retrospectively considered now [111].
Creating a system infrastructure for high-throughput
high-resolution cryogenic electron microscopy [104],
implementation of novel advanced analytical methods,
such as self-pressurized rapid freezing (SPRF) tech-
nique [49]; design of portable plungers for intact cryo-
electron microscopy sample preparation in natural envi-
ronments [24] and development of hybrid instruments
for complex structural analysis based on cryo-EM and
cryo-tomographic techniques are among the most re-
cent problems to be addressed in this area. A break-
through in the above research was the development
of correlative cryogenic X-ray tomography with cryo-
light and electron microscopy [21]. As a result of the
increasing infrastructure and technical availability of
cryo-electron techniques there is a strong need in popu-
larization of these methods for biologists, physicians
and other specialists who are not directly engaged in
working with cryogenic or cryoelectron microscopy.
For this purpose there is a special kind of papers, the
‘primers’ [79] with specific recommendations on the
organization of research work using combined methods
of cell or tissue analysis and modification [55], indi-
vidual molecular biological protocols for the analysis
of particular compounds specific for different ‘-omics’
by cryo-electron microscopy [42], guidelines for grid
preparation for the sample fixation [48], based on the
combinatorial testing of various sample compositions
and preparations. Biological non-destructive analysis
safe for both the sample and its environment using
low dose techniques and cryo-electron microscopy has
been also successfully performed [40].
Conclusions
Nowadays cryo-electron microscopy has become
a routine method of biological research and ultrastruc-
tural control in bioengineering adapted for specific
parameters under investigation. The already achieved
image quality, spatial resolution and sensitivity is of
applied character [99] and does not affect the physical,
technical and engineering basis of the method. The
introduction of additional axes, sources and data acqui-
sition systems [47] to the basic construction is similar
to the same process in optical microscopy, where the
two-, three- and even four-objective multi-axis sys-
204 проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
наращивания возможностей [56, 122]. Согласно
частным сообщениям западных коллег, новые
достижения могут быть связаны с изменением и
варьированием среды нахождения образца,
давления в камере, подборкой комбинаций форм
детектирования и визуализации, энергетической
оптимизацией установок и новыми робастными
алгоритмами адаптивного управления манипуля-
циями. Также будут созданы сканирующие крио-
генные системы, выдающие результат развертки
по иным переменным: криоскопические эквивален-
ты магнитных Лоренцевских микроскопов, которые
позволят работать с магнетосомами на уровне
картирования их фундаментальных характеристик;
ускорительные «синхро-крио-микро-масс-спектро-
метры», которые позволят определять химизм
образца in situ при получении данных о его струк-
туре и манипуляциях с ним; аналоги сканирующей
тепловой и термоэлектрической микроскопии,
выполненные на градиентах термических и дина-
мических свойств при пониженных температурах,
которые позволят отличать живое от неживого на
субмикронном размерном диапазоне (на относи-
тельно малых временах от начала препарирования
образца) и т. д. Как одну из перспектив вышеука-
занных конструктивных работ можно рассмат-
ривать задачу перевода криобиологии на супрамо-
лекулярный уровень дискретизации ее исследова-
ний и системно-биологическое расширение круга
задач, решаемых в рамках компетенции электрон-
но-микроскопической криобиологии, за счет мето-
дов многофакторного биофизического скрининга.
Авторы выражают благодарность амери-
канским и европейским партнерам за актив-
ную дискуссию, предоставление текстов своих
опубликованных и неопубликованных (in press)
работ, а также за разрешение на использо-
вание оригинальных иллюстраций.
tems have recently emerged due to the progressive
tendency of the image dimension increase providing a
quantitative empowerment of the known method [56,
122]. According to private communications of the
foreign colleagues, the new achievements in cryo-
electron microscopy may be attributed to the variations
of the sample environment, the chamber pressure,
selection of useful combinations of detecting and
imaging methods, the operation parameter optimization
for the instrumentation and new robust algorithms of
adaptive manipulation control. There is also a prospect
of designing novel scanning cryogenic systems with
the sweep output using alternative variables: cryoscopic
analogs of Lorenzian magnetic microscopes capable
of single magnetosome mapping; accelerator ‘synchro-
cryo-micro-mass-spectrometers’ which allow to de-
termine the sample composition in situ during its struc-
ture analysis and/or micromanipulations with it;
functional analogs of scanning thermal and thermo-
electric microscopy based on the gradients of thermal
and dynamic properties under low temperatures, allow-
ing to distinguish between the living and non-living ob-
jects on a submicron scale and at the relatively short
time intervals from the start of the sample preparation),
etc. One of the most promising prospects of the afore-
mentioned research is to develop cryobiology at a
supramolecular level and to expand the range of
problems in systems biology addressed within the
electron microscopic cryobiology using the methods
of multivariate biophysical screening.
The authors are grateful to their colleagues from
Europe and the USA for helpful discussions,
providing the full texts of their papers (including
the unpublished ones) and for their kind permis-
sion to use original illustrations in our review.
References
1. Abreu F., Sousa A.A., Aronova M.A. et al. Cryo-electron
tomography of the magnetotactic vibrio Magnetovibrio blake-
morei: insights into the biomineralization of prismatic magneto-
somes. Journ Struct Biol 2013; 181(2): 162–168.
2. Agirre J., Goret G., LeGoff M. et al. Cryo-electron microscopy
reconstructions of triatoma virus particles: a clue to unravel
genome delivery and capsid disassembly. Journ Gen Virol
2013; 94: 1058–1068.
3. Ahmed A., Whitford P.C., Sanbonmatsu K.Y., Tama F. Consensus
among flexible fitting approaches improves the interpretation
of cryo-EM data. Journ Struct Biol 2012; 177(2): 561–570.
4. Allen G.S., Stokes D.L. Modeling, docking, and fitting of atomic
structures to 3D maps from cryo-electron microscopy. Meth
Mol Biol 2013; 955: 229–241.
5. Azuaje F. Bioinformatics and Biomarker Discovery: "Omic" Data
Analysis for Personalized Medicine. Hoboken, New Jersey;
2010.
Литература
1. Abreu F., Sousa A.A., Aronova M.A. et al. Cryo-electron
tomography of the magnetotactic vibrio Magnetovibrio
blakemorei: insights into the biomineralization of prismatic
magneto–somes // Journ. Struct. Biol. – 2013. – Vol. 181, №2. –
P. 162–168.
2. Agirre J., Goret G., LeGoff M. et al. Cryo-electron microscopy
reconstructions of triatoma virus particles: a clue to unravel
genome delivery and capsid disassembly // Journ. Gen. Virol. –
2013. – Vol. 94. – P. 1058–1068.
3. Ahmed A., Whitford P.C., Sanbonmatsu K.Y., Tama F.
Consensus among flexible fitting approaches improves the
interpretation of cryo-EM data // Journ. Struct. Biol. – 2012. –
Vol. 177, №2. – P. 561–570.
проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
205
4. Allen G.S., Stokes D.L. Modeling, docking, and fitting of atomic
structures to 3D maps from cryo-electron microscopy // Meth.
Mol. Biol. – 2013. – Vol. 955. – P. 229–241.
5. Azuaje F. Bioinformatics and Biomarker Discovery: «Omic»
Data Analysis for Personalized Medicine. – Hoboken, New
Jersey, 2010. – 230 p.
6. Bai X.C., Martin T.G., Scheres S.H., Dietz H. Cryo-EM structure
of a 3D DNA-origami object // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. –
2012. – Vol. 109, №49. – P. 20012–20017.
7. Bajaj C., Goswami S., Zhang Q. Detection of secondary and
supersecondary structures of proteins from cryo-electron
microscopy // Journ. Struc, Biol. – 2012. – Vol. 177, №2 –
P. 367–381.
8. Balfour B.M., Goscicka T., MacKenzie J.L. et al. Combined time-
lapse cinematography and immuno-electron microscopy // Anat.
Rec. – 1990. – Vol. 226, №4. – P. 509–514.
9. Bartesaghi A., Lecumberry F., Sapiro G., Subramaniam S.
Protein secondary structure determination by constrained
single-particle cryo-electron tomography // Structure. –
2012. – Vol. 20, №12. – P. 2003–2013.
10.Barton B., Rhinow D., Walter A. et al. In-focus electron
microscopy of frozen-hydrated biological samples with a
Boersch phase plate // Ultramicroscopy. – 2011. – Vol. 111,
№12. – P. 1696–1705.
11.Bergström L.M., Skoglund S., Edwards K. et al. Self-assembly
in mixtures of an anionic and a cationic surfactant: a com-
parison between small-angle neutron scattering and cryo–
transmission electron microscopy // Langmuir. – 2013. – Vol. 29,
№38. – P. 11834–11848.
12.Bharat T.A., Davey N.E., Ulbrich P. et al. Structure of the imma-
ture retroviral capsid at 8Å resolution by cryo-electron micro-
scopy // Nature. – 2012. – Vol. 487, № 7407. – P. 385–389.
13.Bouchet-Marquis C., Pagratis M., Kirmse R., Hoenger A. Metal-
lothionein as a clonable high-density marker for cryo-electron
microscopy // Journ. Struc. Biol. – 2012. – Vol. 177, №1. –
P. 119–127.
14.Briegel A., Chen S., Koster A.J. et al. Correlated light and
electron cryo-microscopy // Meth. Enzymol. – 2010. – Vol. 481. –
P. 317–341.
15.Briggs J.A. Structural biology in situ – the potential of sub-
tomogram averaging // Curr. Opin. Struct. Biol. – 2013. – Vol. 23,
№2 – P. 261– 267.
16.Brusic V. From immunoinformatics to immunomics // Journ.
Bioinform. Comput. Biol. – 2003. – Vol. 1. – P. 179–181.
17.Bui K.H., Ishikawa T. 3D structural analysis of flagella/cilia by
cryo-electron tomography // Meth. Enzymol. – 2013. –
Vol. 524. – P. 305–323.
18.Campbell M.G., Cheng A., Brilot A.F. et al. Movies of ice-
embedded particles enhance resolution in electron cryo–
microscopy // Structure. – 2012. – Vol. 20, №11. – P. 1823–1828.
19.Cao C., Dong X., Wu X. et al. Conserved fiber-penton base
interaction revealed by nearly atomic resolution cryo-electron
microscopy of the structure of adenovirus provides insight
into receptor interaction // Journ. Virol. – 2012. – Vol. 86,
№22. – P. 12322–12329.
20.Cardone G., Heymann J.B., Steven A.C. One number does not
fit all: Mapping local variations in resolution in cryo-EM recon-
structions // Journ. Struc. Biol. – 2013. – Vol. 184, №2 –
P. 226–236.
21.Carlson D.B., Gelb J., Palshin V., Evans J.E. Laboratory-based
cryogenic soft X-ray tomography with correlative cryo-light
and electron microscopy // Micros. Microanal. – 2013. – Vol. 19,
№1. – P. 22–29.
22.Caston JR. Conventional electron microscopy, cryo-electron
microscopy and cryo-electron tomography of viruses // Subcell.
Biochem. – 2013. – Vol. 68. – P. 79–115.
23.Chan K.Y., Trabuco L.G., Schreiner E., Schulten K. Cryo-
electron microscopy modeling by the molecular dynamics
flexible fitting method // Biopolymers. – 2012. – Vol. 97,
№9. – P. 678–686.
6. Bai X.C., Martin T.G., Scheres S.H., Dietz H. Cryo-EM structure
of a 3D DNA-origami object. Proc Nat Acad Sci USA 2012;
109(49): 20012–20017.
7. Bajaj C., Goswami S., Zhang Q. Detection of secondary and
supersecondary structures of proteins from cryo-electron
microscopy. Journ Struc Biol 2012; 177(2): 367–381.
8. Balfour B.M., Goscicka T., MacKenzie J.L. et al. Combined time-
lapse cinematography and immuno-electron microscopy. Anat
Rec 1990; 226(4): 509–514.
9. Bartesaghi A., Lecumberry F., Sapiro G., Subramaniam S. Pro-
tein secondary structure determination by constrained single-
particle cryo-electron tomography. Structure 2012; 20(12):
2003–2013.
10.Barton B., Rhinow D., Walter A. et al. In-focus electron mic-
roscopy of frozen-hydrated biological samples with a Boersch
phase plate. Ultramicroscopy 2011; 111(12): 1696–1705.
11.Bergström L.M., Skoglund S., Edwards K. et al. Self-assembly
in mixtures of an anionic and a cationic surfactant: a compa-
rison between small-angle neutron scattering and cryo-trans-
mission electron microscopy. Langmuir 2013; 29(38): 11834–
11848.
12.Bharat T.A., Davey N.E., Ulbrich P. et al. Structure of the imma-
ture retroviral capsid at 8A resolution by cryo-electron micro-
scopy. Nature 2012; 487(7407): 385–389.
13.Bouchet-Marquis C., Pagratis M., Kirmse R., Hoenger A.
Metallothionein as a clonable high-density marker for cryo-
electron microscopy. Journ Struc Biol 2012; 177(1): 119–127.
14.Briegel A., Chen S., Koster A.J. et al. Correlated light and
electron cryo-microscopy. Meth Enzymol 2010; 481: 317–341.
15.Briggs J.A. Structural biology in situ – the potential of subtomo-
gram averaging. Curr Opin Struct Biol 2013; 23(2): 261–267.
16.Brusic V. From immunoinformatics to immunomics. Journ
Bioinform Comput Biol 2003; 1: 179–181.
17.Bui K.H., Ishikawa T. 3D structural analysis of flagella/cilia by
cryo-electron tomography. Meth Enzymol 2013; 524: 305–323.
18.Campbell M.G., Cheng A., Brilot A.F. et al. Movies of ice-embed-
ded particles enhance resolution in electron cryo-microscopy.
Structure 2012; 20(11): 1823–1828.
19.Cao C., Dong X., Wu X. et al. Conserved fiber-penton base
interaction revealed by nearly atomic resolution cryo-electron
microscopy of the structure of adenovirus provides insight
into receptor interaction. Journ Virol 2012; 86(22): 12322–
12329.
20.Cardone G., Heymann J.B., Steven A.C. One number does not
fit all: Mapping local variations in resolution in cryo-EM recon-
structions. Journ Struc Biol 2013; 184(2): 226–236.
21.Carlson D.B., Gelb J., Palshin V., Evans J.E. Laboratory-based
cryogenic soft X-ray tomography with correlative cryo-light
and electron microscopy. Micros Microanal 2013; 19(1): 22–29.
22. Caston J.R. Conventional electron microscopy, cryo-electron
microscopy and cryo-electron tomography of viruses. Subcell
Biochem 2013; 68: 79–115.
23.Chan K.Y., Trabuco L.G., Schreiner E., Schulten K. Cryo-
electron microscopy modeling by the molecular dynamics
flexible fitting method. Biopolymers 2012; 97(9): 678–686.
24.Comolli L.R., Duarte R., Baum D. et al. A portable cryo-plunger
for on-site intact cryo-genic microscopy sample preparation
in natural environments. Micros Res Tech 2012; 75(6): 829–836.
25.Cong Y., Schröder G.F., Meyer A.S. et al. Symmetry-free cryo-
EM structures of the chaperonin TRiC along its ATPase-driven
conformational cycle. EMBO Journ 2012; 31(3): 720–730.
26.Crauste-Manciet S., Larquet E., Khawand K. et al. Lipidic sphe-
rulites: Formulation optimisation by paired optical and cryo-
electron microscopy. Eur Journ Pharm Biopharm 2013; 85(3):
1088–1094.
27.De Vries S.J., Zacharias M. ATTRACT-EM: a new method for
the computational assembly of large molecular machines using
cryo-EM maps. PLoS One 2012; 7(12): e49733.
28.De Winter D.A., Mesman R.J., Hayles M.F. et al. In-situ integrity
control of frozen-hydrated, vitreous lamellas prepared by the
206 проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
24.Comolli L.R., Duarte R., Baum D. et al. A portable cryo-plunger
for on-site intact cryo-genic microscopy sample preparation
in natural environments // Micros. Res. Tech. – 2012 – Vol. 75,
N6 – P. 829–836.
25.Cong Y., Schröder G.F., Meyer A.S. et al. Symmetry-free cryo–
EM structures of the chaperonin TRiC along its ATPase-driven
conformational cycle // EMBO Journ. – 2012. – Vol. 31, №3. –
P. 720–730.
26.Crauste-Manciet S., Larquet E., Khawand K. et al. Lipidic
spherulites: Formulation optimisation by paired optical and cryo-
electron microscopy // Eur. Journ. Pharm. Biopharm. – 2013. –
Vol. 85, №3. – P. 1088–1094.
27.De Vries S.J., Zacharias M. ATTRACT–EM: a new method for
the computational assembly of large molecular machines using
cryo-EM maps // PLoS One. – 2012. – Vol. 7, №12. –
Art. №e49733. – P. 1–18.
28.De Winter D.A., Mesman R.J., Hayles M.F. et al. In-situ integrity
control of frozen-hydrated, vitreous lamellas prepared by the
cryo-focused ion beam scanning electron microscope // Journ.
Struc. Biol. – 2013. – Vol. 183, №1. – P. 11–18.
29.Diebolder C.A., Koster A.J., Koning R.I. Pushing the resolution
limits in cryoelectron tomography of biological structures //
Journ. Microsc. – 2012. – Vol. 248, №1. – P. 1–5.
30.DiMaio F., Zhang J., Chiu W., Baker D. Cryo-EM model validation
using independent map reconstructions // Prot. Sci. – 2013. –
Vol. 22, №6. – P. 865–868.
31.Dubochet J. Cryo-EM – the first thirty years // Journ. Microsc. –
2012. – Vol. 245, №3 – P. 221–224.
32.Duke E.M., Razi M., Weston A. et al. Imaging endosomes and
autophagosomes in whole mammalian cells using correlative
cryo-fluorescence and cryo-soft X-ray microscopy (cryo-
CLXM) // Ultramicroscopy. – 2014. – Vol. 143, – P. 77–87.
33.Eibauer M., Hoffmann C., Plitzko J.M. et al. Unraveling the struc-
ture of membrane proteins in situ by transfer function corrected
cryo-electron tomography // Journ. Struct. Biol. – 2012. –
Vol. 180, №3. – P. 488–496.
34.Elber R. Watching biomolecular machines in action // Struc-
ture. – 2010. – Vol. 18, №4. – P. 415–416.
35.Elmlund H., Elmlund D., Bengio S. PRIME: probabilistic initial 3D
model generation for single-particle cryo-electron microsco-
py // Structure. – 2013. – Vol. 21, № 8. – P. 1299–1306.
36.Falkner B., Schröder G.F. Cross-validation in cryo-EM-based
structural modeling // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. – 2013. –
Vol. 110, №22. – P. 8930–8935.
37.Fitzpatrick A.W., Lorenz U.J., Vanacore G.M., Zewail A.H.
4D сryo-electron microscopy of proteins // Journ. Am. Chem.
Soc. – 2013. – Vol. 135, №51. – P. 19123–19126.
38.Forrester J.S., Milne S.B., Ivanova P.T., Brown H.A. Compu-
tational lipidomics: a multi-plexed analysis of dynamic changes
in membrane lipid composition during signal transduction //
Mol. Pharmacol. – 2004. – Vol. 65, №4. – P. 813–821.
39.Frank J. Story in a sample – the potential (and limitations) of
cryo-electron microscopy applied to molecular machines //
Biopolymers. – 2013. – Vol. 99, №11. – P. 832–836.
40.Fujiyoshi Y. Low dose techniques and cryo-electron micro-
scopy // Meth. Mol. Biol. – 2013. – Vol. 955. – P. 103–118.
41.Fukuda Y., Nagayama K. Zernike phase contrast cryo-electron
tomography of whole mounted frozen cells // Journ. Struc.
Biol. – 2012. – Vol. 177, №2. – P. 484–489.
42.Garewal M., Zhang L., Ren G. Optimized negative-staining
protocol for examining lipid-protein interactions by electron
microscopy // Meth. Mol. Biol. – 2013. – Vol. 974. – P. 111–118.
43.Gopalakrishnan G., Yam P.T., Madwar C. et al. Label-free
visualization of ultrastructural features of artificial synapses
via cryo-EM // ACS Chem. Neurosci. – 2011. – Vol. 2, №12. –
P. 700–704.
44.Grélard A., Guichard P., Bonnafous P. et al. Hepatitis B
subvirus particles display both a fluid bilayer membrane
and a strong resistance to freeze drying: a study by solid-
state NMR, light scattering, and cryo-electron microscopy/
cryo-focused ion beam scanning electron microscope. Journ
Struc Biol 2013; 183(1): 11–18.
29.Diebolder C.A., Koster A.J., Koning R.I. Pushing the resolution
limits in cryoelectron tomography of biological structures. Journ
Microsc 2012; 248(1): 1–5.
30.DiMaio F., Zhang J., Chiu W., Baker D. Cryo-EM model validation
using independent map reconstructions. Prot Sci 2013; 22(6):
865–868.
31.Dubochet J. Cryo-EM – the first thirty years. Journ Microsc
2012; 245(3): 221–224.
32.Duke E.M., Razi M., Weston A. et al. Imaging endosomes and
autophagosomes in whole mammalian cells using correlative
cryo-fluorescence and cryo-soft X-ray microscopy (cryo-
CLXM). Ultramicroscopy 2014; 143: 77–87.
33.Eibauer M., Hoffmann C., Plitzko J.M. et al. Unraveling the
structure of membrane proteins in situ by transfer function
corrected cryo-electron tomography. Journ Struct Biol 2012;
180(3): 488–496.
34.Elber R. Watching biomolecular machines in action. Structure
2010; 18(4): 415–416.
35.Elmlund H., Elmlund D., Bengio S. PRIME: probabilistic initial 3D
model generation for single-particle cryo-electron microscopy.
Structure 2013; 21(8): 1299–1306.
36.Falkner B., Schroder G.F. Cross-validation in cryo-EM-based
structural modeling. Proc Nat Acad Sci USA 2013; 110(22):
8930–8935.
37.Fitzpatrick A.W., Lorenz U.J., Vanacore G.M., Zewail A.H. 4D
cryo-electron microscopy of proteins. Journ Am Chem Soc
2013; 135(51): 19123–19126.
38.Forrester J.S., Milne S.B., Ivanova P.T., Brown H.A.
Computational lipidomics: a multi-plexed analysis of dynamic
changes in membrane lipid composition during signal transduc-
tion. Mol Pharmacol 2004; 65(4): 813–821.
39.Frank J. Story in a sample – the potential (and limitations) of
cryo-electron microscopy applied to molecular machines.
Biopolymers 2013; 99(11): 832–836.
40.Fujiyoshi Y. Low dose techniques and cryo-electron micro-
scopy. Meth Mol Biol 2013; 955: 103–118.
41.Fukuda Y., Nagayama K. Zernike phase contrast cryo-electron
tomography of whole mounted frozen cells. Journ Struc Biol
2012; 177(2): 484–489.
42.Garewal M., Zhang L., Ren G. Optimized negative-staining
protocol for examining lipid-protein interactions by electron
microscopy. Meth Mol Biol 2013; 974: 111–118.
43.Gopalakrishnan G., Yam P.T., Madwar C. et al. Label-free
visualization of ultrastructural features of artificial synapses
via cryo-EM. ACS Chem Neurosci 2011; 2(12): 700–704.
44.Grélard A., Guichard P., Bonnafous P. et al. Hepatitis B
subvirus particles display both a fluid bilayer membrane
and a strong resistance to freeze drying: a study by solid-
state NMR, light scattering, and cryo-electron microscopy/
tomography. FASEB Journ 2013; 27(10): 4316–4326.
45.Greunz T., Strauß B., Schausberger S.E. et al. Cryo ultra-low-
angle microtomy for XPS-depth profiling of organic coatings.
Anal Bioanal Chem 2013; 405(22): 7153–7160.
46.Grigorieff N. Direct detection pays off for electron cryo-
microscopy. ELIFE 2013; 2: e00573.
47.Guesdon A., Blestel S., Kervrann C., Chrétien D. Single versus
dual-axis cryo-electron tomography of microtubules assemb-
led in vitro: limits and perspectives. Journ Struc Biol 2013;
181(2): 169–178.
48.Gyobu N. Grid preparation for cryo-electron microscopy. Meth
Mol Biol 2013; 955: 119–128.
49.Han H.M., Bouchet-Marquis C., Huebinger J., Grabenbauer M.
Golgi apparatus analyzed by cryo-electron microscopy. Histo-
chem Cell Biol 2013; 140(4): 369–381.
50.Han H.M., Huebinger J., Grabenbauer M. Self-pressurized rapid
freezing (SPRF) as a simple fixation method for cryo-electron
microscopy of vitreous sections. Journ Struc Biol 2012; 178(2):
84–87.
проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
207
tomography // FASEB Journ. – 2013. – Vol. 27, №10. –
P. 4316–4326.
45.Greunz T., Strauß B., Schausberger S.E. et al. Cryo ultra-low-
angle microtomy for XPS-depth profiling of organic coatings //
Anal. Bioanal. Chem. – 2013. – Vol. 405, №22. – P. 7153–
7160.
46.Grigorieff N. Direct detection pays off for electron cryo-
microscopy // ELIFE. – 2013. – Vol. 2, Art. №e00573. – P. 1–3.
47.Guesdon A., Blestel S., Kervrann C., Chrétien D. Single versus
dual-axis cryo-electron tomography of microtubules assembled
in vitro: limits and perspectives // Journ. Struc. Biol. – 2013. –
Vol. 181, №2. – P. 169–178.
48.Gyobu N. Grid preparation for cryo-electron microscopy //
Meth. Mol. Biol. – 2013. – Vol. 955. – P. 119–128.
49.Han H.M., Bouchet-Marquis C., Huebinger J., Grabenbauer M.
Golgi apparatus analyzed by cryo-electron microscopy //
Histochem. Cell. Biol. – 2013. – Vol. 140, №4. – P. 369–381.
50.Han H.M., Huebinger J., Grabenbauer M. Self-pressurized
rapid freezing (SPRF) as a simple fixation method for cryo-
electron microscopy of vitreous sections // Journ. Struc. Biol. –
2012. – Vol. 178, №2. – P. 84–87.
51.Heymann J.B., Winkler D.C., Yim Y.I. et al. Clathrin-coated
vesicles from brain have small payloads: a cryo-electron
tomographic study // Journ. Struc. Biol. – 2013. – Vol. 184,
№1. – P. 43–51.
52.Hoang T.V., Cavin X., Schultz P., Ritchie D.W. gEMpicker: A
highly parallel GPU-accelerated particle picking tool for cryo-
electron microscopy // BMC Struct. Biol. – 2013. – Vol. 13,
№25. – P. 1–10.
53.Hoofnagle A.N., Heinecke J.W. Lipoproteomics: using mass
spectrometry-based proteomics to explore the assembly,
structure, and function of lipoproteins // Journ. Lipid. Res. –
2009. – Vol. 50, №10. – P. 1967–1975.
54.Hrabe T., Chen Y., Pfeffer S. et al. PyTom: a python-based
toolbox for localization of macromolecules in cryo-electron
tomograms and subtomogram analysis // Journ. Struct. Biol. –
2012. – Vol. 178, №2. – P. 177–188.
55.Hsieh C., Schmelzer T., Kishchenko G. et al. Practical workflow
for cryo focused-ion-beam milling of tissues and cells for
cryo-TEM tomography // Journ. Struc. Biol. – 2014. – Vol. 185,
№1. – P. 32–41.
56.Huisken J., Stainier D.Y. Selective plane illumination microscopy
techniques in developmental biology // Development. – 2009 –
Vol. 136, №12. – P. 1963–1975.
57.Iijima H., Fukuda Y., Arai Y. et al. Hybrid fluorescence and
electron cryomicroscopy for simultaneous electron and photon
ima-ging // Journ. Struc. Biol. – 2014. – Vol. 185, №1. – P.
107–115.
58.Johnson M.C., Schmidt-Krey I. Two-dimensional crystallization
by dialysis for structural studies of membrane proteins by the
cryo-EM method electron crystallography // Meth. Cell Biol. –
2013. – Vol. 113. – P. 325–337.
59.Jun S., Zhao G., Ning J. et al. Correlative microscopy for 3D
structural analysis of dynamic interactions // Journ. Vis. Exp. –
2013. – №76 (Code: e50386).
60.Kim J.J. Using viral genomics to develop viral gene products
as a novel class of drugs to treat human ailments // Biotech.
Lett. – 2001. – Vol. 23, №13. – P. 1015–1020.
61.Kiss G., Chen X., Brindley M.A. et al. Capturing enveloped
viruses on affinity grids for downstream cryo-electron
microscopy applications // Microsc. Microanal. – 2014. –
Vol. 20, №1. – P. 164–174.
62.Knoops K., Schoehn G., Schaffitzel C. Cryo-electron micro-
scopy of ribosomal complexes in cotranslational folding,
targeting, and translocation // Wil. Interdisc. Rev. RNA – 2012. –
Vol. 3, №3. – P. 429–441.
63.Koning R.I., Koster A.J. Cellular nanoimaging by cryo-electron
tomography // Meth. Mol. Biol. – 2013. – Vol. 950. – P. 227–251.
64.Kucukelbir A., Sigworth F.J., Tagare H.D. Quantifying the local
resolution of cryo-EM density maps // Nat. Meth. – 2014. –
Vol. 11, №1. – P. 63–65.
51.Heymann J.B., Winkler D.C., Yim Y.I. et al. Clathrin-coated
vesicles from brain have small payloads: a cryo-electron tomo-
graphic study. Journ Struc Biol 2013; 184(1): 43–51.
52.Hoang T.V., Cavin X., Schultz P., Ritchie D.W. gEMpicker:
A highly parallel GPU-accelerated particle picking tool for
cryo-electron microscopy. BMC Struct Biol 2013; 13(25):
1–10.
53.Hoofnagle A.N., Heinecke J.W. Lipoproteomics: using mass
spectrometry-based proteomics to explore the assembly,
structure, and function of lipoproteins. Journ Lipid Res 2009;
50(10): 1967–1975.
54.Hrabe T., Chen Y., Pfeffer S. et al. PyTom: a python-based
toolbox for localization of macromolecules in cryo-electron
tomograms and subtomogram analysis. Journ Struct Biol 2012;
178(2): 177–188.
55.Hsieh C., Schmelzer T., Kishchenko G. et al. Practical workflow
for cryo focused-ion-beam milling of tissues and cells for
cryo-TEM tomography. Journ Struc Biol 2014; 185(1): 32–41.
56.Huisken J., Stainier D.Y. Selective plane illumination microscopy
techniques in developmental biology. Development 2009;
136(12): 1963–1975.
57.Iijima H., Fukuda Y., Arai Y. et al. Hybrid fluorescence and
electron cryo-microscopy for simultaneous electron and photon
imaging. Journ Struc Biol 2014; 185(1): 107–115.
58.Johnson M.C., Schmidt-Krey I. Two-dimensional crystallization
by dialysis for structural studies of membrane proteins by the
cryo-EM method electron crystallography. Meth Cell Biol 2013;
113: 325–337.
59.Jun S., Zhao G., Ning J. et al. Correlative microscopy for 3D
structural analysis of dynamic interactions. Journ Vis Exp
2013; 76: e50386.
60.Kim J.J. Using viral genomics to develop viral gene products
as a novel class of drugs to treat human ailments. Biotech Lett
2001; 23(13): 1015–1020.
61.Kiss G., Chen X., Brindley M.A. et al. Capturing enveloped
viruses on affinity grids for downstream cryo-electron micro-
scopy applications. Microsc Microanal 2014; 20(1): 164–174.
62.Knoops K., Schoehn G., Schaffitzel C. Cryo-electron microsco-
py of ribosomal complexes in cotranslational folding, targeting,
and translocation. Wil Interdisc Rev RNA 2012; 3(3): 429–441.
63.Koning R.I., Koster A.J. Cellular nanoimaging by cryo electron
tomography. Meth Mol Biol 2013; 950: 227–251.
64.Kucukelbir A., Sigworth F.J., Tagare H.D. Quantifying the local
resolution of cryo-EM density maps. Nat Meth 2014; 11(1):
63–65.
65.Kudryashev M., Stahlberg H., Castaño-Díez D. Assessing the
benefits of focal pair cryo-electron tomography. Journ Struct
Biol 2012; 178(2): 88–97.
66.Kwon S., Choi S.B., Park M.G. et al. Extraction of three-dimen-
sional information of biological membranous tissue with scan-
ning confocalinfrared laser microscope tomography. Micros
Microanal 2013; 19 (Suppl 5): 194–197.
67.Kymionis G.D., Grentzelos M.A., Plaka A.D. et al. Correlation
of the corneal collagen cross-linking demarcation line using
confocal microscopy and anterior segment optical coherence
tomography in keratoconic patients. Am Journ Ophthalmol 2014;
157(1): 110–115.
68.Lagarde M., Géloën A., Record M. et al. Lipidomics is emerging.
Biochim Biophys Acta 2003; 1634(3): 61.
69.Lee J., Saha A., Pancera S.M. et al. Shear free and blotless
cryo-TEM imaging: a new method for probing early evolution
of nanostructures. Langmuir 2012; 28(9): 4043–4046.
70.Leforestier A., Lemercier N., Livolant F. Contribution of
cryoelectron microscopy of vitreous sections to the under-
standing of biological membrane structure. Proc Nat Acad Sci
USA 2012; 109(23): 8959–8964.
71.Lerch T.F., O'Donnell J.K., Meyer N.L. et al. Structure of AAV-
DJ, a retargeted gene therapy vector: cryo-electron micro-
scopy at 4.5Å resolution. Structure 2012; 20(8): 1310–1320.
72.Li M., Zheng W. All-atom structural investigation of kinesin-
microtubule complex constrained by high-quality cryo-
65.Kudryashev M., Stahlberg H., Castaño-Díez D. Assessing the
benefits of focal pair cryo-electron tomography // Journ. Struct.
Biol. – 2012. – Vol. 178, №2. – P. 88–97.
66.Kwon S., Choi S.B., Park M.G. et al. Extraction of three-di-
mensional information of biological membranous tissue with
scanning confocalinfrared laser microscope tomography //
Micros. Microanal. – 2013. – Vol. 19, Supplement 5. – P. 194–
197.
67.Kymionis G.D., Grentzelos M.A., Plaka A.D. et al. Correlation
of the corneal collagen cross-linking demarcation line using
confocal microscopy and anterior segment optical coherence
tomography in keratoconic patients // Am. Journ. Ophthalmol. –
2014. – Vol. 157, №1. – P. 110–115.
68.Lagarde M., Géloën A., Record M. et al. Lipidomics is emerging //
Biochim. Biophys. Acta. – 2003. – Vol. 1634, №3. – P. 61.
69.Lee J., Saha A., Pancera S.M. et al. Shear free and blotless
cryo-TEM imaging: a new method for probing early evolution
of nanostructures // Langmuir. – 2012. – Vol. 28, №9. – P. 4043–
4046.
70.Leforestier A., Lemercier N., Livolant F. Contribution of
cryoelectron microscopy of vitreous sections to the under-
standing of biological membrane structure // Proc. Nat. Acad.
Sci. USA. – 2012. – Vol. 109, №23. – P. 8959–8964.
71.Lerch T.F., O'Donnell J.K., Meyer N.L. et al. Structure of AAV–
DJ, a retargeted gene therapy vector: cryo-electron micro-
scopy at 4.5 Å resolution // Structure. – 2012. – Vol. 20, №8. –
P. 1310–1320.
72.Li M., Zheng W. All-atom structural investigation of kinesin-
microtubule complex constrained by high-quality cryo-electron
microscopy maps // Biochemistry. – 2012. – Vol. 51, №25. –
P. 5022–5032.
73.Li X., Mooney P., Zheng S. et al. Electron counting and beam-
induced motion correction enable near-atomic-resolution
single-particle cryo-EM // Nat. Meth. – 2013. – Vol. 10, №6. –
P. 584–590.
74.Lin J., Cheng N., Hogle J.M. et al. Conformational shift of a
major poliovirus antigen confirmed by immuno-cryogenic
electron microscopy // Journ. Immunol. – 2013. – Vol. 191,
№2. – P. 884–891.
75.Lučič V., Rigort A., Baumeister W. Cryo-electron tomography:
the challenge of doing structural biology in situ // Journ. Cell
Biol. – 2013. – Vol. 202, №3. – P. 407–419.
76.Ludtke S.J., Lawson C.L., Kleywegt G.J. et al. The 2010 cryo-
EM modeling challenge // Biopolymers. – 2012. – Vol. 97, №9. –
P. 651–654.
77.Martínez J.M., Swan B.K., Wilson W.H. Marine viruses, a
genetic reservoir revealed by targeted viromics // ISME Journ. –
2014. – Vol. 8, №5. – P. 1079–1088.
78.McCully M., Canny M. Quantitative cryo-analytical scanning
electron microscopy (CEDX): an important technique useful
for cell-specific localization of salt // Meth. Mol. Biol. – 2012. –
Vol. 913. – P. 137–148.
79.Milne J.L., Borgnia M.J., Bartesaghi A. et al. Cryo-electron
microscopy – a primer for the non-microscopist // FEBS
Journ. – 2013. – Vol. 280, №1. – P. 28–45.
80.Miyazaki N., Nakagawa A., Iwasaki K. Life cycle of phyto-
reoviruses visualized by electron microscopy and tomogra-
phy // Front. Microb. – 2013. – Vol. 4, Art. №306. – P. 1–9.
81.Müllertz A., Fatouros D.G., Smith J.R. et al. Insights into
intermediate phases of human intestinal fluids visualized by
atomic force microscopy and cryo-transmission electron
micro-scopy ex vivo // Mol. Pharm. – 2012. – Vol. 9, №2. –
P. 237–247.
82.Nederlof I., Li Y.W., van Heel M., Abrahams J.P. Imaging protein
three-dimensional nanocrystals with cryo-EM // Acta Crystal-
logr. D: Biol. Crystallogr. – 2013. – Vol. 69. – P. 852–859.
83.Nejadasl F.K., Karuppasamy M., Newman E.R. et al. Non-rigid
image registration to reduce beam-induced blurring of cryo-
electron microscopy images // Journ. Synchrotron Radiat. –
2013. – Vol. 20. – P. 58–66.
208 проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
electron-microscopy maps. Biochemistry 2012; 51(25):
5022–5032.
73.Li X., Mooney P., Zheng S. et al. Electron counting and beam-
induced motion correction enable near-atomic-resolution
single-particle cryo-EM. Nat Meth 2013; 10(6): 584–590.
74.Lin J., Cheng N., Hogle J.M. et al. Conformational shift of a
major poliovirus antigen confirmed by immuno-cryogenic
electron microscopy. Journ Immunol 2013; 191(2): 884–891.
75.Lučič V., Rigort A., Baumeister W. Cryo-electron tomography:
the challenge of doing structural biology in situ. Journ Cell Biol
2013; 202(3): 407–419.
76.Ludtke S.J., Lawson C.L., Kleywegt G.J. et al. The 2010 cryo-
EM modeling challenge. Biopolymers 2012; 97(9): 651–654.
77.Martinez J.M., Swan B.K., Wilson W.H. Marine viruses, a genetic
reservoir revealed by targeted viromics. ISME Journ 2014;
8(5): 1079–1088.
78.McCully M., Canny M. Quantitative cryo-analytical scanning
electron microscopy (CEDX): an important technique useful
for cell-specific localization of salt. Meth Mol Biol 2012; 913:
137–148.
79.Milne J.L., Borgnia M.J., Bartesaghi A. et al. Cryo-electron
microscopy – a primer for the non-microscopist. FEBS Journ
2013; 280(1): 28–45.
80.Miyazaki N., Nakagawa A., Iwasaki K. Life cycle of phyto-
reoviruses visualized by electron microscopy and tomo-graphy.
Front Microb 2013; 4(306): 1–9.
81.Müllertz A., Fatouros D.G., Smith J.R. et al. Insights into
intermediate phases of human intestinal fluids visualized by
atomic force microscopy and cryo-transmission electron mi-
croscopy ex vivo. Mol Pharm 2012; 9(2): 237–247.
82.Nederlof I., Li Y.W., van Heel M., Abrahams J.P. Imaging protein
three-dimensional nano-crystals with cryo-EM. Acta Crystal-
logr D: Biol. Crystallogr 2013; 69: 852–859.
83.Nejadasl F.K., Karuppasamy M., Newman E.R. et al. Non-rigid
image registration to reduce beam-induced blurring of cryo-
electron microscopy images. Journ Synchrotron Radiat 2013;
20: 58–66.
84.Noble A.J., Zhang Q., O'Donnell J. et al. A pseudoatomic model
of the COPII cage obtained from cryo-electron microscopy and
mass spectrometry. Nat Struct Mol Biol 2013; 20(2): 167–173.
85.Norousi R., Wickles S., Leidig C. et al. Automatic post-picking
using MAPPOS improves particle image detection from cryo-
EM micrographs. Journ Struct Biol 2013; 182(2): 59–66.
86.Nyuta K., Yoshimura T., Tsuchiya K. et al. Zwitterionic hete-
rogemini surfactants containing ammonium and carboxylate
headgroups 2: aggregation behavior studied by SANS, DLS,
and cryo-TEM. Journ Colloid Interface Sci 2012; 370(1): 80–
85.
87.Oda T., Kikkawa M. Novel structural labeling method using
cryo-electron tomography and biotin-streptavidin system.
Journ Struc Biol 2013; 183(3): 305–311.
88. Ounjai P., Kim K.D., Lishko P.V., Downing K.H. Three-dimensional
structure of the bovine sperm connecting piece revealed by
electron cryotomography. Biol Reprod 2012; 87(3): 1–9.
89.Paessens L.C., Fluitsma D.M., van Kooyk Y. Haematopoietic
antigen-presenting cells in the human thymic cortex: evidence
for a role in selection and removal of apoptotic thymocytes.
Journ Pathol 2008; 214(1): 96–103.
90.Pandurangan A.P., Topf M. RIBFIND: a web server for identifying
rigid bodies in protein structures and to aid flexible fitting into
cryo EM maps. Bioinformatics 2012; 28(18): 2391–2393.
91.Pigino G., Cantele F., Vannuccini E. et al. Electron tomography
of IFT particles. Meth Enzymol 2013; 524: 325–342.
92.Quan B.D., Sone E.D. Cryo-TEM analysis of collagen fibrillar
structure. Meth Enzymol 2013; 532: 189–205.
93.Rigort A., Bäuerlein F.J., Villa E. et al. Focused ion beam micro-
machining of eukaryotic cells for cryoelectron tomography.
Proc Nat Acad Sci USA 2012; 109(12): 4449–4454.
94.Rigort A., Villa E., Bauerlein F.J. et al. Integrative approaches
for cellular cryo-electron tomography: correlative imaging and
проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
209
84.Noble A.J., Zhang Q., O'Donnell J. et al. A pseudoatomic model
of the COPII cage obtained from cryo-electron microscopy
and mass spectrometry // Nat. Struct. Mol. Biol. – 2013. –
Vol. 20, №2. – P. 167–173.
85.Norousi R., Wickles S., Leidig C. et al. Automatic post-picking
using MAPPOS improves particle image detection from cryo-
EM micrographs // Journ. Struct. Biol. – 2013. – Vol. 182, №2. –
P. 59–66.
86.Nyuta K., Yoshimura T., Tsuchiya K. et al. Zwitterionic hetero-
gemini surfactants containing ammonium and carboxylate
headgroups 2: aggregation behavior studied by SANS, DLS,
and cryo-TEM // Journ. Colloid. Interface Sci. – Vol. 370, №1. –
P. 80–85.
87.Oda T., Kikkawa M. Novel structural labeling method using
cryo-electron tomography and biotin-streptavidin system //
Journ. Struc. Biol. – 2013. – Vol. 183, №3. – P. 305–311.
88.Ounjai P., Kim K.D., Lishko P.V., Downing K.H. Three-dimensional
structure of the bovine sperm connecting piece revealed by
electron cryotomography // Biol. Reprod. – 2012. – Vol. 87,
№3, Art. №73. – P. 1–9.
89.Paessens L.C., Fluitsma D.M., van Kooyk Y. Haematopoietic
antigen-presenting cells in the human thymic cortex: evidence
for a role in selection and removal of apoptotic thymocytes //
Journ. Pathol. – 2008. – Vol. 214, №1. – P. 96–103.
90.Pandurangan A.P., Topf M. RIBFIND: a web server for
identifying rigid bodies in protein structures and to aid flexible
fitting into cryo-EM maps // Bioinformatics. – 2012. – Vol. 28,
№18. – P. 2391–2393.
91.Pigino G., Cantele F., Vannuccini E. et al. Electron tomography
of IFT particles // Meth. Enzymol. – 2013. – Vol. 524. – P. 325–
342.
92.Quan B.D., Sone E.D. Cryo-TEM Analysis of Collagen Fibrillar
Structure // Meth. Enzymol. – 2013. – Vol. 532. – P. 189–205.
93.Rigort A., Bäuerlein F.J., Villa E. et al. Focused ion beam
micromachining of eukaryotic cells for cryoelectron tomo-
graphy // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. – 2012. – Vol. 109, №12. –
P. 4449–4454.
94.Rigort A., Villa E., Bäuerlein F.J. et al. Integrative approaches
for cellular cryo-electron tomography: correlative imaging and
focused ion beam micromachining // Meth. Cell Biol. – 2012. –
Vol. 111. – P. 259–281.
95.Rusu M., Wriggers W. Evolutionary bidirectional expansion for
the tracing of alpha helices in cryo-electron microscopy
reconstructions // Journ. Struc. Biol. – 2012. – Vol. 177, №2. –
P. 410–419.
96.Schellenberger P., Kaufmann R., Siebert C.A. et al. High-
precision correlative fluorescence and electron cryo-micro-
scopy using two independent alignment markers // Ultramicros-
copy. – 2014. – Vol. 143. – P. 41–51.
97.Scheres S.H. A Bayesian view on cryo-EM structure deter-
mination // Journ. Mol. Biol. – 2012. – Vol. 415, №2. – P. 406–
418.
98.Schertel A., Snaidero N., Han H.M. et al. Cryo FIB-SEM: Volume
imaging of cellular ultra-structure in native frozen specimens //
Journ. Struc. Biol. – 2013. – Vol. 184, №2. – P. 355–360.
99.Schorb M., Briggs J.A. Correlated cryo-fluorescence and cryo-
electron microscopy with high spatial precision and improved
sensitivity // Ultramicroscopy. – 2014. – Vol. 143. – P. 24–32.
100.Shang Z., Sigworth F.J. Hydration-layer models for cryo-EM
image simulation // Journ. Struct. Biol. – 2012. – Vol. 180,
№1. – P. 10–16.
101.Sharp T.H., Bruning M., Mantell J. et al. Cryo-transmission
electron microscopy structure of a gigadalton peptide fiber of
de novo design // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. – 2012. – Vol. 109,
№33. – P. 13266–13271.
102.Shigematsu H., Sigworth F.J. Noise models and cryo-EM drift
correction with a direct-electron camera // Ultramicroscopy. –
2013. – Vol. 131. – P. 61–69.
103.Shimanouchi T., Oyama E., Ishii H. et al. Membranomics
research on interactions between liposome membranes with
focused ion beam micromachining. Meth Cell Biol 2012; 111:
259–281.
95.Rusu M., Wriggers W. Evolutionary bidirectional expansion for
the tracing of alpha helices in cryo-electron microscopy recon-
structions. Journ Struc Biol 2012; 177(2): 410–419.
96.Schellenberger P., Kaufmann R., Siebert C.A. et al. High-preci-
sion correlative fluorescence and electron cryo-microscopy
using two independent alignment markers. Ultramicroscopy
2014; 143: 41–51.
97.Scheres S.H. A Bayesian view on cryo-EM structure deter-
mination. Journ Mol Biol 2012; 415(2): 406–418.
98.Schertel A., Snaidero N., Han H.M. et al. Cryo FIB-SEM: Volume
imaging of cellular ultra-structure in native frozen specimens.
Journ Struc Biol 2013; 184(2): 355–360.
99.Schorb M., Briggs J.A. Correlated cryo-fluorescence and cryo-
electron microscopy with high spatial precision and improved
sensitivity. Ultramicroscopy 2014; 143: 24–32.
100.Shang Z., Sigworth F.J. Hydration-layer models for cryo-EM
image simulation. Journ Struct Biol 2012; 180(1): 10–16.
101.Sharp T.H., Bruning M., Mantell J. et al. Cryo-transmission
electron microscopy structure of a gigadalton peptide fiber of
de novo design. Proc Nat Acad Sci USA 2012; 109(33): 13266–
13271.
102.Shigematsu H., Sigworth F.J. Noise models and cryo-EM drift
correction with a direct-electron camera. Ultramicroscopy
2013; 131: 61–69.
103.Shimanouchi T., Oyama E., Ishii H. et al. Membranomics re-
search on interactions between liposome membranes with
membrane chip analysis. Membrane 2009; 34(6): 342–350.
104.Shrum D.C., Woodruff B.W., Stagg S.M. Creating an infra-
structure for high-throughput high-resolution cryogenic
electron microscopy. Journ Struc Biol 2012; 180(1): 254–
258.
105.Si D., Ji S., Nasr K.A., He J. A machine learning approach for
the identification of protein secondary structure elements from
electron cryo-microscopy density maps. Biopolymers 2012;
97(9): 698–708.
106. Singer A., Zhao Z., Shkolnisky Y., Hadani R. Viewing angle
classification of cryo-electron microscopy images using
eigenvectors. SIAM Journ Imaging Sci 2011; 4(2): 723–759.
107.Song K., Comolli L.R., Horowitz M. Removing high contrast
artifacts via digital inpainting in cryo-electron tomography: an
application of compressed sensing. Journ Struc Biol 2012;
178(2): 108–120.
108.Strunk K.M., Wang K., Ke D. et al. Thinning of large mammalian
cells for cryo-TEM characterization by cryo-FIB milling. Journ
Microsc 2012; 247(3): 220–227.
109.Sun J., Kawakami H., Zech J. et al. Cdc6-induced confor-
mational changes in ORC bound to origin DNA revealed by
cryo-electron microscopy. Structure 2012; 20(3): 534–544.
110.Tatischeff I., Larquet E., Falcón-Pérez J.M. et al. Fast charac-
terisation of cell-derived extracellular vesicles by nanoparticles
tracking analysis, cryo-electron microscopy, and Raman
tweezers microspectroscopy. Journ Extracell Vesicles 2012:
1–11.
111.Taylor K.A., Glaeser R.M. Retrospective on the early
development of cryoelectron microscopy of macromolecules
and a prospective on opportunities for the future. Journ Struc
Biol 2008; 163(3): 214–223.
112. Tremoulet A.H., Albani S. Immunomics in clinical development:
bridging the gap. Exp Rev Clin Immunol 2005; 1(1): 3–6.
113.Vahedi-Faridi A., Jastrzebska B., Palczewski K., Engel A. 3D
imaging and quantitative analysis of small solubilized membrane
proteins and their complexes by transmission electron
microscopy. Microscopy 2013; 62(1): 95–107.
114.Vargas J., Otón J., Marabini R. et al. FASTDEF: fast defocus
and astigmatism estimation for high-throughput transmission
electron microscopy. Journ Struc Biol 2013; 181(2): 136–148.
115.Vonesch C., Wang L., Shkolnisky Y., Singer A. Fast wavelet-
based single-particle reconstruction in cryo-EM. Proceedings
210 проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
membrane chip analysis // Membrane. – 2009. – Vol. 34, №6. –
P. 342–350.
104.Shrum D.C., Woodruff B.W., Stagg S.M. Creating an infra-
structure for high-throughput high-resolution cryogenic elect-
ron microscopy // Journ. Struc. Biol. – 2012. – Vol. 180, №1. –
P. 254–258.
105.Si D., Ji S., Nasr K.A., He J. A machine learning approach for
the identification of protein secondary structure elements from
electron cryo-microscopy density maps // Biopolymers. –
2012. – Vol. 97, №9. – P.698–708.
106.Singer A., Zhao Z., Shkolnisky Y., Hadani R. Viewing angle
classification of cryo-electron microscopy images using
eigenvectors // SIAM Journ. Imaging Sci. – 2011. – Vol. 4,
№2. – P. 723–759.
107.Song K., Comolli L.R., Horowitz M. Removing high contrast
artifacts via digital inpainting in cryo-electron tomography: an
application of compressed sensing // Journ. Struc. Biol. –
2012. – Vol. 178, №2. – P. 108–120.
108.Strunk K.M., Wang K., Ke D. et al. Thinning of large mammalian
cells for cryo-TEM characterization by cryo-FIB milling // Journ.
Microsc. – 2012. – Vol. 247, №3. – P. 220–227.
109.Sun J., Kawakami H., Zech J. et al. Cdc6-induced confor-
mational changes in ORC bound to origin DNA revealed by
cryo-electron microscopy // Structure. – 2012. – Vol. 20, №3. –
P. 534–544.
110.Tatischeff I., Larquet E., Falcón-Pérez J.M. et al. Fast charac-
terisation of cell-derived extracellular vesicles by nanoparticles
tracking analysis, cryo-electron microscopy, and Raman
tweezers microspectroscopy // Journ. Extracell. Vesicles. –
2012. – Vol. 1, Art. № 19179. – P. 1–11.
111.Taylor K.A., Glaeser R.M. Retrospective on the early deve-
lopment of cryoelectron microscopy of macromolecules and a
prospective on opportunities for the future // Journ. Struc.
Biol. – 2008. – Vol. 163, №3. – P. 214–223.
112.Tremoulet A.H., Albani S. Immunomics in clinical development:
bridging the gap // Exp. Rev. Clin. Immunol. – 2005. – Vol. 1,
№1. – P. 3–6.
113.Vahedi-Faridi A., Jastrzebska B., Palczewski K., Engel A. 3D
imaging and quantitative analysis of small solubilized membrane
proteins and their complexes by transmission electron
microscopy // Microscopy. – 2013. Vol. 62, №1. – P. 95–107.
114.Vargas J., Otón J., Marabini R. et al. FASTDEF: fast defocus
and astigmatism estimation for high-throughput transmission
electron microscopy // Journ. Struc. Biol. – 2013. – Vol. 181,
№2. – P. 136–148.
115.Vonesch C., Wang L., Shkolnisky Y., Singer A. Fast wavelet-
based single-particle reconstruction in cryo-EM // Proc. 8th
IEEE Int. Symp. on Biomed. Imaging: From Nano to Macro. –
Chicago, Illinois, 2011. – P. 1950–1953.
116.Vulovič M., Ravelli R.B., van Vliet L.J. et al. Image formation
modeling in cryo-electron microscopy // Journ. Struct. Biol. –
2013. – Vol. 183, №1. – P. 19–32.
117.Walter A., Muzik H., Vieker H. et al. Practical aspects of
Boersch phase contrast electron microscopy of biological spe-
cimens // Ultramicroscopy. – 2012. – Vol. 116. – P. 62–72.
118.Wang J., Yin C. A Zernike-moment-based non-local denoising
filter for cryo-EM images // Sci. Ch. Life Sci. – 2013. – Vol. 56,
№4. – P. 384–390.
119.Wang K., Strunk K., Zhao G. et al. 3D structure determination
of native mammalian cells using cryo-FIB and cryo-electron
tomography // Journ. Struc. Biol. – 2012. – Vol. 180, №2. –
P. 318–326.
120.Wang Q., Matsui T., Domitrovic T. et al. Dynamics in cryo EM
reconstructions visualized with maximum-likelihood derived
variance maps // Journ. Struc. Biol. – 2013. – Vol. 181, №3. –
P. 195–206.
121.Wang Z., Gao K., Chen J. et al. Advantages of intermediate
X-ray energies in Zernike phase contrast X-ray microscopy //
Biotech. Adv. – 2013. – Vol. 31, №3. – P. 387–392.
of the 8th IEEE Int Symp on Biomed. Imaging: From Nano to
Macro; 2011; Chicago, Illinois. p. 1950–1953.
116.Vulovič M., Ravelli R.B., van Vliet L.J. et al. Image formation
modeling in cryo-electron microscopy. Journ Struct Biol 2013;
183(1): 19–32.
117.Walter A., Muzik H., Vieker H. et al. Practical aspects of
Boersch phase contrast electron microscopy of biological
specimens. Ultramicroscopy 2012; 116: 62–72.
118. Wang J., Yin C. A Zernike-moment-based non-local denoising
filter for cryo-EM images. Sci Ch Life Sci 2013; 56(4): 384–
390.
119. Wang K., Strunk K., Zhao G. et al. 3D structure determination
of native mammalian cells using cryo-FIB and cryo-electron
tomography. Journ Struc Biol 2012; 180(2): 318–326.
120.Wang Q., Matsui T., Domitrovic T. et al. Dynamics in cryo EM
reconstructions visualized with maximum-likelihood derived
variance maps. Journ Struc Biol 2013; 181(3): 195–206.
121.Wang Z., Gao K., Chen J. et al. Advantages of intermediate
X-ray energies in Zernike phase contrast X-ray microscopy.
Biotech Adv 2013; 31(3): 387–392.
122.Weber M., Huisken J. Omnidirectional microscopy. Nat Meth
2012; 9: 656–657.
123. Weiner A., Kapishnikov S., Shimoni E. et al. Vitrification of
thick samples for soft X-ray cryo-tomography by high pressure
freezing. Journ Struc Biol 2013; 181(1): 77–81.
124.Willmann J., Leibfritz D., Thiele H. Hyphenated tools for
phospholipidomics. Journ Biomol Tech 2008; 19(3): 211–216.
125.Yajima H., Ogura T., Nitta R. et al. Conformational changes in
tubulin in GMPCPP and GDP-taxol microtubules observed by
cryoelectron microscopy. Journ Cell Biol 2012; 198(3): 315–
322.
126.Yang F., Abe K., Tani K., Fujiyoshi Y. Carbon sandwich
preparation preserves quality of two-dimensional crystals for
cryo-electron microscopy. Microscopy 2013; 62(6): 597–606.
127.Yoder J.D., Cifuente J.O., Pan J. et al. The crystal structure
of a coxsackievirus B3–RD variant and a refined 9-angstrom
cryo-electron microscopy reconstruction of the virus com-
plexed with decay-accelerating factor (DAF) provide a new
footprint of DAF on the virus surface. Journ Virol 2012; 86(23):
12571–12581.
128.Zhang L., Tong H., Garewal M., Ren G. Optimized negative-
staining electron microscopy for lipoprotein studies. Biochim
Biophys Acta 2013; 1830(1): 2150–2159.
129.Zhang P. Correlative cryo-electron tomography and optical
microscopy of cells. Curr Opin Struc Biol 2013; 23(5): 763–
770.
130.Zhang X., Ge P., Yu X. et al. Cryo-EM structure of the mature
dengue virus at 3.5–A resolution. Nat Struc Mol Biol 2013;
20(1): 105–110.
131. Zhao G., Perilla J.R., Yufenyuy E.L. et al. Mature HIV-1 capsid
structure by cryo-electron microscopy and all-atom molecular
dynamics. Nature 2013; 497(7451): 643–646.
132.Zou X., Hovmöller S., Oleynikov P. Phase contrast, contrast
transfer function (CTF) and high-resolution electron micro-
scopy (HRTEM). In: Electron Crystallography: Electron Micro-
scopy and Electron Diffraction. Oxford, New York 2011: 131–
155.
133.Zuckerkandl E., Pauling L. Molecules as documents of evo-
lutionary history. Journ Theor Biol 1965; 8(2): 357–366.
проблемы криобиологии и криомедицины
problems of cryobiology and cryomedicine
том/volume 24, №/issue 3, 2014
211
122.Weber M., Huisken J. Omnidirectional microscopy // Nat.
Meth. – 2012. – Vol. 9. – P. 656–657.
123.Weiner A., Kapishnikov S., Shimoni E. et al. Vitrification of
thick samples for soft X-ray cryo-tomography by high pressure
freezing // Journ. Struc. Biol. – 2013. – Vol. 181, №1. – P. 77–81.
124.Willmann J., Leibfritz D., Thiele H. Hyphenated tools for phos-
pholipidomics // Journ. Biomol. Tech. – 2008. – Vol.19, N3. –
P. 211–216.
125.Yajima H., Ogura T., Nitta R. et al. Conformational changes in
tubulin in GMPCPP and GDP-taxol microtubules observed by
cryoelectron microscopy // Journ. Cell Biol. – 2012. – Vol. 198,
№3. – P. 315–322.
126.Yang F., Abe K., Tani K., Fujiyoshi Y. Carbon sandwich prepa-
ration preserves quality of two-dimensional crystals for cryo-
electron microscopy // Microscopy. – 2013. – Vol. 62, №6. –
P. 597–606.
127.Yoder J.D., Cifuente J.O., Pan J. et al. The crystal structure
of a coxsackievirus B3-RD variant and a refined 9-angstrom
cryo-electron microscopy reconstruction of the virus comple-
xed with decay-accelerating factor (DAF) provide a new foot-
print of DAF on the virus surface // Journ. Virol. – 2012. – Vol.
86, №23. – P. 12571–12581.
128.Zhang L., Tong H., Garewal M., Ren G. Optimized negative-
staining electron microscopy for lipoprotein studies // Biochim.
Biophys. Acta. – 2013. – Vol. 1830, №1. – P. 2150–2159.
129.Zhang P. Correlative cryo-electron tomography and optical
microscopy of cells // Curr. Opin. Struc. Biol. – 2013. – Vol. 23,
№5. – P. 763–770.
130.Zhang X., Ge P., Yu X. et al. Cryo-EM structure of the mature
dengue virus at 3.5-Å resolution // Nat. Struc. Mol. Biol. –
2013. – Vol. 20, №1. – P. 105–110.
131.Zhao G., Perilla J.R., Yufenyuy E.L. et al. Mature HIV-1 capsid
structure by cryo-electron microscopy and all-atom molecular
dynamics // Nature. – 2013. – Vol. 497, №7451. – P. 643–646.
132.Zou X., Hovmöller S., Oleynikov P. Phase contrast, contrast
transfer function (CTF) and high-resolution electron micro-
scopy (HRTEM) // Electron Crystallography: Electron Micro-
scopy and Electron Diffraction. – Oxford, New York, 2011. –
P. 131–155.
133.Zuckerkandl E., Pauling L. Molecules as documents of evo-
lutionary history // Journ. Theor. Biol. – 1965. – Vol. 8, №2. –
P. 357–366.
|